اثر تنش کم آبی بر بیان ژن های MYB، AP2، mir-172 و mir-159 در برگ های گیاه نرگس هلندی pseudonarcissus L. Narcissus
الموضوعات :
مریم السادات کامی شیرازی
1
,
احمد مجد
2
,
صدیقه اربابیان
3
,
گلناز تجدد
4
1 - Army Highway, Mini City, Baharan, No. 1
2 - گروه زیست شناسی- دانشکده علوم زیستی- دانشگاه ازاد واحد تهران شمال- تهران- ایران
3 - گروه زیست شناسی ، دانشکده علوم زیستی ،واحد تهران شمال ، دانشگاه آزاد اسلامی ، تهران ، ایران
4 - گروه زیست شناسی،دانشکده علوم زیستی،واحدتهران شمال،دانشگاه آزاداسلامی،تهران،ایران
الکلمات المفتاحية: miRNA159, miRNA172 , MYB, AP2, تنش کم آبی,
ملخص المقالة :
پیشرفت هایی که در دنیا اتفاق می افتد، سبب ایجاد تغییراتی در شرایط زندگی موجودات زنده از جمله گیاهان می گردند. گیاهان باید بتوانند با روش های مختلف حتی روش های مولکولی با شرایط تنش زای محیطی سازگارشوند. یکی از ساز و کارها، تنظیم بیان ژن ها بعد از رونویسی توسط miRNAs (میکروRNAها) است. میکروRNA ها، اغلب 20 تا 22 نوکلئوتید دارند که برخی از ژن های هدف آنها متعلق به عوامل رونویسی می باشند. بیان میکروRNA ها در پاسخ به تنش کم آبی تغییر می کند. در پژوهش حاضر، پیازهای نرگس هلندی در شرایط متفاوت آبیاری (از یک بار در هفته تا دو ماه یک بار) کشت شدند. از برگهای گیاهان 60 روزه برای استخراج miR172-miR159 با روش qPCR استفاده شد. نتایج نشان دهنده افزایش بیان معنی دار ژنهای MYB و AP2 و عدم بیان میکروRNA های 159 و 172در نمونه های تیمار و کنترل بود. لذا، miR172-miR159 تحت تاثیر تنش کم آبی قرار نمی گیرد. با توجه به اینکه بیان ژنهای کم آبی برای اولین بار در گیاه نرگس هلندی ارزیابی شده است، به همین دلیل این پژوهش می تواند زمینه خوبی برای بررسی بیشتر در این مورد را فراهم کند.
_||_
اثر تنش کم آبی بر بیان ژن های MYB، AP2، mir-172 و mir-159 در برگ های گیاه نرگس هلندی pseudonarcissus L. Narcissus
چکیده
پیشرفت هایی که در دنیا اتفاق می افتد، سبب ایجاد تغییراتی در شرایط زندگی موجودات زنده از جمله گیاهان می گردند. گیاهان باید بتوانند با روش های مختلف حتی روش های مولکولی با شرایط تنش زای محیطی سازگارشوند. یکی از ساز و کارها، تنظیم بیان ژن ها بعد از رونویسی توسط miRNAs (میکروRNAها) است. میکروRNA ها، اغلب 20 تا 22 نوکلئوتید دارند که برخی از ژن های هدف آنها متعلق به عوامل رونویسی می باشند. بیان میکروRNA ها در پاسخ به تنش کم آبی تغییر می کند. در پژوهش حاضر، پیازهای نرگس هلندی در شرایط متفاوت آبیاری (از یک بار در هفته تا دو ماه یک بار) کشت شدند. از برگهای گیاهان 60 روزه برای استخراج miR172-miR159 با روش qPCR استفاده شد. نتایج نشان دهنده افزایش بیان معنی دار ژنهای MYB و AP2 و عدم بیان میکروRNA های 159 و 172در نمونه های تیمار و کنترل بود. لذا، miR172-miR159 تحت تاثیر تنش کم آبی قرار نمی گیرد. با توجه به اینکه بیان ژنهای کم آبی برای اولین بار در گیاه نرگس هلندی ارزیابی شده است، به همین دلیل این پژوهش می تواند زمینه خوبی برای بررسی بیشتر در این مورد را فراهم کند.
واژه های کلیدی:miRNA159،miRNA172 ، MYB، AP2، تنش کم آبی
مقدمه
گل نرگس،گیاهی زینتی است که در مزرعه، باغ و گلدان کشت می شود و در جهان بسیار محبوب است. علاوه بر زیبایی گل، دلیل علاقه به این گیاه، عطر آن است و صدها ترکیب معطری که از آن در صنایع عطرسازی استفاده می شود. گل نرگس از نظر خواص دارویی نیز مورد توجه است. Narcissus در خانواده Amaryllidaceae و متعلق به گیاهان پیازدار است و بهار شکوفه می کند. با توجه به تغییرات اقلیمی که ناشی از افزایش جمعیت و توسعه صنعت در جهان است، گیاهان باید بتوانند به نوعی پاسخگوی این تغییرات محیطی باشند. یکی از مهمترین تغییرات محیطی، کم آبی است. پیشرفت های مولکولی منجر به کشف چگونگی واکنش گیاهان به تنش های محیطی شده است (1). در سال های اخیر میکروRNA های مربوط به کم آبی در اکثر گیاهان شناسایی شده اند (4-2). یکی از روش های مفید برای تحمل کم آبی در گیاهان پس از رونویسی، تنظیم بیان ژن توسط میکروRNAها است. بعضی از میکروRNAها ژن هایی را کنترل می کنند که عوامل رونویسی و ترجمه را رمزگذاری میکنند. این ویژگی میکروRNAها را در مرکز بررسی های تنظیم کننده بیان ژن ها قرار داده است (5). میکرو RNAها، در فرآیندهای مختلف زیستی از جمله پیام رسانی اکسین، جوانه زنی، تشکیل ریشه های جانبی، انتقال گیاه از مرحله جوانه زنی به مرحله رشد رویشی و سپس مرحله زایشی و همچنین تنظیم پاسخ گیاهان به تنش های زیستی و غیرزیستی دخیل هستند (6). پس از رونویسی، میکروRNAها با ژن های هدف و عوامل رونویسی، همکاری نزدیکی دارند. اثر متقابل این میکروRNAها، ژنهای هدف آنها و تشکیل عوامل رونویسی مورد بررسی زیادی قرار گرفته است (9-7). میکروRNAهای مرتبط با کم آبی در پاسخ به تنش کم آبی، با راه های مختلف عمل می کنند، به طور مثال در گیاه آرابیدوپسیس، میکروRNAهای 168، 171، 396 (10) و در گیاه ذرت، میکروRNAهای 168، 396، 171(11) تنظیم بالادستup-regulated) ) و در گیاه پنبه، میکروRNAهای 164، 172 و 396 (12) و در گیاه سیب زمینی، میکروRNA-159 (13) تنظیم پایین دست (down- regulated) داشتند، این درحالی است که در جو و یونجه هر دو نوع تنظیم (تنظیم بالادست در برگ ها و تنظیم پایین دست در ریشه ها) را داشتند (14،15).
ژن های هدف میکروRNAهای مرتبط با کم آبی، اغلب در گروه عوامل رونویسی (transcription factors, TF) قرار دارند (16). در پژوهش حاضر، دو ژن کاندید، AP2 و MYB متعلق به عوامل رونویسی هستند. نقش عوامل رونویسی پاسخ دهنده تنش به خوبی مشخص شده است، این ژن ها با عناصر مشترک در مناطق پروموتر چندین ژن مرتبط با تنش ارتباط برقرار میکنند و بنابراین بیان ژن های پایین دست را سبب می شوند که منجر به تحمل تنش های غیرزیستی می شوند(17).
گیاه نرگس به دلیل کاربردهای فراوان زینتی، دارویی- بهداشتی در سال های اخیر مورد توجه زیادی قرار گرفته و نه تنها در بازارهای داخلی کشور که صادرات آن نیز رو به گسترش و سودآوری است. با توجه به وسعت اقلیم های خشک و نیمه خشک در ایران بررسی هایی که در آینده بتواند در مقاوم سازی این گیاه با شرایط کم آبی موثر باشد، مفید و ضروری است. در پژوهش حاضر با توجه به موارد فوق، بیان دو ژن از ژن های موثر در مقاومت گیاهان به خشکی (ژن های AP2 و MYB) و برخی میکروRNAهای موثر در بیان آنها در گیاهان نرگس هلندی مورد بررسی قرار گرفته است.
مواد و روش ها
پیازهای گیاه نرگس، اواخر بهمن ماه 1396، از مرکز خرید رویش سبز در استان البرز خریداری شدند. پیازهای سالم با اندازه، شکل و وزن مشابه، انتخاب و در گلدان های پلاستیکی با استفاده از خاک لومی (Loam) و سبک کشت شدند(شکل 1). دمای 5/4 تا 7 درجه سانتی گراد برای مرحله رویشی و آفتاب مستقیم حدود 8 ساعت در روز در مرحله گلدهی مورد نیاز این گیاه است، برای گیاهان منظور شد.
در این مطالعه، چهار گروه گلدان (یک گروه کنترل و سه گروه تیمار) برای دو ماه (60 روز تیمار) انتخاب شدند. گیاه نرگس هلندی، به هفته ای یک بار آبیاری در شرایط معمول و بدون تنش، نیاز دارد. بر این اساس، تیمارها در سه سطح (شدید، متوسط و ضعیف) تعیین شدند. هر تیمار، سه تکرار داشت. نمونه های کنترل، هفته ای یک بار، نمونه های تیمار شامل T1، هر دو هفته یک بار، T2، هر سه هفته یک بار و T3، فقط یک بار در تمام مدت آزمایش ها آبیاری شدند. پس از 60 روز، گلدهی در گیاهان کنترل و برخی تیمارها شروع شد (شكل 2).
شکل 1 - کاشت پیازهای نرگس در گلدان.
شکل 2- رشد گیاه Narcissus pseudonarcissus پس از 60 روز. C= نمونه کنترل، T1 = تیمار اول، T2= تیمار دوم، T3=تیمار سوم.
RNA برگ های تازه گیاه با استفاده از کیتGeneAll® RibospinTM Plant (305-1507) ، استخراج شد. برای کاهش تخریب RNA در فرآیند استخراج از ZN RNaseبرای تمیز کردن کلیه ابزارها و تجهیزات تشخیصی استفاده شد. دقت و کیفیت نمونه های RNA با استفاده از نانودراپ در طول موج 260 و 280 تعیین شد. سنتز cDNA با استفاده از کیت Easy TM cDNA Synthesis Kit (GeneAll, Korea) بر اساس پروتکل ساخت سنتز هگزامر تصادفی و سنتز oligo dT انجام شد. با استفاده از سایت بانک ژنی NCBI، لیستی از ژن های مرتبط با تنش خشکی در گیاهان تک لپه تهیه شد. در مجموع پنج ژنAP2،MYB،bHLH ،CBFD-NFYB ، bZIP برای تنش خشکی در گونه مورد بررسی شناسایی شدند. از بین این ژن ها دو ژن MYB و AP2 به دلیل حضور بیشتر آنها در گیاهان مرتبط، مورد بررسی قرار گرفتند. همه این ژن ها در خانواده عوامل رونویسی قرار دارند. برای بررسی بیان ژن ها، از روش qRT-PCR به روش سایبرگرین (SYBR Green) با استفاده از پرایمر اختصاصی ژن GAPDH به عنوان ژن زفرنس، با دستگاه Rotor-Gene Q ساخت شرکت Qiagen انجام شد. پرایمرها با استفاده از Gene Runner طراحی و با استفاده از Bioneer Analyzer برای توالی های همولوگ cDNA مورد تأیید قرار گرفتند. لازم به ذکر است که در بررسی هر نمونه، واکنش برای هر یک از ژن ها، به صورت دوتایی انجام شد. در جدول 1 جزئیات پرایمرهای مورد استفاده در qRT-PCR نشان داده شده است. با جستجو در سایت های microRNA.sanger.ac.uk/sequences و miRNA.imbb.forth.gr/microinspector میکروRNAهای مرتبط با ژن های مورد نظر مشخص شدند. به منظور بررسی وجود میکروRNA دیگری (غیر از miRNA های معرفی شده) در گیاه نرگس که بتواند ژنهای کدکننده AP2 و MYB را در این گیاه به عنوان ژن هدف شناسایی کند، تمامی میکروRNAهای بالغ گیاه نرگس هلندی از آخرین نسخه پایگاه اطلاعاتی miRBase (http://www.mirbase.org / ( گرفته شد و ژن های هدف بالقوه آنها (AP2 و MYB) با استفاده از پایگاه psRNATarget (http://plantgrn.noble.org/psRNATarget) شناسایی شدند. برای بررسی بیان میکروRNAهای ژن های هدف در برگ های گیاه، از کیت BONmiR HighSpecificitymiRNA QPCRCoreReagent Kit (Bonyakhteh, Tehran, Iran, Cat No # BON 209002) استفاده شد. cDNA های سنتز شده، در معرض QRT-PCR قرار گرفتند (جدول 2). جهت انجام واکنش ها، از 18srRNA به عنوان ژن کنترل داخلی استفاده شد. تمام مراحل مقدماتی تا آنجایی که ممکن بود دور از نور انجام شد.
با انجام واکنش های PCR در ترموسیکلر qRT-PCR Rotor-Gene Q(جداول 3 و 4)، تغییرات بیان ژن ها مورد ارزیابی قرار گرفت. آنالیز داده های QRT-PCR به روش مقایسه ای CT (سیکل آستانه) در دو بار تکرار صورت گرفت. آنالیزهای آماری داده ها و رسم نمودارها با استفاده از نرم افزار SPSS (نسخه 19) و آزمون ANOVA در سطح p≤0.05 انجام شد.
نتایج
بیان هر دو ژن کاندیدMYB و AP2 در این پژوهش در مقایسه با نمونه کنترل افزایش یافته است (شكل 3). بررسی ها در پایگاه های اطلاعاتی miRBase و psRNATarget نشان داد که ژن هدف میکروRNA 159 ، MYB و ژن هدف میکروRNA 172 ، AP2 است. با توجه به توالی میکروRNAها، بعد از انجامRT-PCR ، شاهد عدم بیان میکروRNA 159 و 172 در تمام نمونه های مورد بررسی بودیم.
جدول 1- پرایمرهای مورد استفاده در . real-time PC
Fragment length (bp) | Sequence (5ˊ-3ˊ) | Gene |
150 | F: CCAGATCTACGAGAAGCACCAG | MYB |
R: GGTTTGAAGTTGGTGACAGCG | ||
200 | F: ACCAAGGAGTGTCGTCGACTG | AP2 |
R: CTGGAAGCATAAGGGTTGGG |
GAPDH F: GTGAACCATGAGAAGTATGACAAC 161
R: CATGAGTCCTTCCACGATACC
جدول 2 - توالی میکروRNAهای 159 و 172 و آداپتور یونیورسال طراحی شده و توالی پرایمرها.
توالی | نام |
CGGTTTGGATTGAAGGGAGCTCT | Mir-159 |
CGCGGAATCTTGATGATGCTGCA | Mir-172 |
GCGAGCACAGAATTAATACGACTCACTATAGGTTTTTTTTTTTT | Adaptor |
GCGAGCACAGAATTAATACGAC | Reverse Universal |
جدول 3- مواد لازم برای انجام qRT-PCR در غلظت20 میکرولیتر.
SYBR GREEN | 10 میکرولیتر |
رنگ ROX | 0.4 میکرولیتر |
پرایمر فوروارد (pM 10) | 1 میکرولیتر |
پرایمر ریورس (pM 10) | 1 میکرولیتر |
cDNA | 1 میکرولیتر |
آب استریل | 6.6میکرولیتر |
جدول 4- برنامه زمانی دستگاه برای انجام qRT-PCR.
سیکل | دما (سانتی گراد) | زمان |
سیکل واسرشتی | 95 | 5 دقیقه |
95 | 5 ثانیه | |
40 سیکل تکثیر | 62-60 | 20 ثانیه |
72 | 30 ثانیه |
شکل 3 – افزایش بیان ژنهای کاندید در برگ های گیاهL. Narcissus pseudonarcissus
*- تفاوت معنی دار نسبت به نمونه کنترل(p≤0.05) ** - عدم معناداربودن نسبت به نمونه کنترل (p≥0.05) C- نمونه کنترل، T1- تیمار اول، T2- تیمار دوم، T3-تیمار سوم
بحث
تغییرات اقلیمی در جهان به دلیل افزایش جمعیت و توسعه صنعت در جهان، روبه افزایش است و گیاهان باید بتوانند به طرق مختلف به این تنش های محیطی، واکنش بدهند. در پژوهش حاضر، بررسی پاسخ ژنومی تنش خشکی در برگ Narcissus pseudonarcissus برای اولین بار انجام شده است. ژن های کاندید (AP2، MYB)، متعلق به خانواده عوامل رونویسی هستند. عوامل رونویسی، بیان ژن ها را تنظیم و رونویسی ژن های هدف را فعال یا سرکوب می کنند (18،19). داده های حاصل از رونویسی نشان می دهند که عوامل رونویسی گیاهی در تعداد زیادی از فرآیندهای متابولیکی مرتبط با تنش های غیرزیستی دخیل هستند و بیان تعداد زیادی از ژن ها را توسط یک شبکه نظارتی پیچیده کنترل می کنند (22-20). رابطه بین عوامل رونویسی و تنش کم آبی در بسیاری از گیاهان از جمله درآرابیدوپسیس (23) ، برنج (24) و سویا (25) با استفاده از فن ریزآرایه و تجزیه و تحلیل رونویسی مورد بررسی قرار گرفته است (26). افزایش بیانMYB ، حساسیت بهABA (اسید آبسیزیک) را افزایش می دهد که در پاسخ گیاهان به تنش کم آبی نقش بسیار مهمی ایفا می کند (27)، از آنجایی که گیاهان تحت تیمار تنش کم آبی در پژوهش حاضر هم تا 60 روز دوره آزمایش پایدار ماندند و حتی به گل رفتند و یا جوانه های گل در آنها پدیدار شد، تصور می کنیم افزایش بیان ژن های مورد آزمایش، همسو با این گزارش توانسته است، موجب افزایش تولید آبسزیک اسید و پایداری گیاهان به تنش کم آبی شود. اسید آبسیزیک (ABA) یکی از هورمون های پاسخگو به تنش در گیاهان و به خصوص مرتبط با پاسخ گیاه به کمبود آب است (28).
ژن AP2 / EREBP از خانواده بزرگی است که در زندگی گیاهان نقش اساسی دارد. این ژن در انتقال مسیرهای مختلف نشانهدهی مرتبط با هورمون هایی نظیر ABA، اتیلن، سیتوکینین، جاسمونات و مقاومت گیاهان در برابر تنش های زیستی و غیرزیستی دخالت دارد (29) و تنش کم آبی می تواند بیان آن را فعال کند.
یکی از مکانیسم های افزایش بیان عوامل رونویسی مانند MYB و AP2 می تواند کاهش بیان miRNA های کنترل کننده این ژن ها باشد، نتایج پژوهش با گزارش Zhang و همکاران همسویی دارد (30). مطالعات نشان داده اند که هر نوع خاصی از miRNA در گونه های گیاهی می تواند به طور متفاوتی به شرایط تنش کم آبی پاسخ دهد. به عنوان مثال، بیان miR398 a / b در M.truncatula در شرایط کم آبی افزایش یافته است، که با نتایج تحقیق حاضر متفاوت است(31). در یک بررسی دیگر درهمان گیاه(M.truncatula) ، در شرایط کم آبی، سطح بیان همان miRNA (miR398 a/b )کاهش یافته است (32). این نتایج می توانند نشان دهنده تأثیر درجات مختلف خشکسالی و حساسیت بالای miRNA به این تغییرات باشند. به نظر می رسد که تنظیم کننده های مرتبط با بیانmiRNA ها، تحت شرایط مختلف تغییر می کنند و این تغییرات روی هدف miRNA ها تأثیر می گذارد (31) به همین دلیل، با وجود اینکه توالیmiRNA های خاص در گیاهان مختلف ثابت است، اهداف آنها متفاوت است (33). بنابراین، لازم است، هدف miRNA ها در گونه های مختلف گیاهی به طور جداگانه مشخص شود. اهداف شناخته شده می توانند شواهد علمی خوبی برای کمک به عملکرد miRNA در گونه های مختلف گیاهی باشند. بررسی ها در مورد ساز و کار miRNA ها برای پاسخ به کم آبی نشان داده اند که miRNA-393 و 167 بطور مؤثر با بیان) ABA اسید آبسیزیک) همراه هستند (34). عناصر مسئول پاسخ ABA (ABREs) ، پروموتور ژن های پاسخ دهندهABA ، هستند که یک بخش محافظت شده از عناصر CIS (cis elements) جهت پاسخ ABA (ABREs) را دارند که نقش مهمی در بیان پاسخ به تنش دارند (35). مطالعات دیگر نشان دادهاند که سطح بیان miRNA159 در برگ های گیاه تحت تیمار با کم آبی، با افزایش ABA گیاه همراه است. مشخص شده است که، miRNA159 نقش مهمی در پاسخ اسید آبسیزیک به رونوشت های MYB 101 و MYB 33 دارد (36). در مطالعه ای دیگر، جایگاه های اتصال TF در ژن MYB آرابیدوپسیس، عناصر القاءکننده خشکسالی در پروموتور بودند (10). بنابراین، کاهش بیان miRNA ممکن است منجر به افزایش بیان این عوامل رونویسی شود که می تواند در کنترل برخی از ژن های مرتبط با کم آبی که دارای عناصر نظارتی مانند DRE در AP2 هستند، تأثیر بگذارد. بررسی تغییرات بیان این عوامل رونویسی و نیز تغییرات میزان آبسیزیک اسید، از اهداف آینده پژوهش حاضر است. با توجه به حضور متنوع و تنظیمات متفاوت میکروRNAها در گیاهان مختلف و همچنین فعالیت های متفاوت آنها در اندام های یک گیاه، شناسایی و ارزیابی نحوه بیان آنها در شرایط مختلف اقلیمی، لازم و ضروری به نظر می رسد. در مطالعه حاضر، نقش دو میکروRNA مرتبط با خشکی (miR159,miR172)در برگ های گیاه نرگس هلندی Narcissus pseudonarcissus L. تحت تنش کم آبی، مورد ارزیابی قرار گرفت و علی رغم افزایش بیان ژن های هدف، شاهد عدم بیان میکروRNAهای مرتبط با آنها (miR159,miR172) بودیم. این نتیجه می تواند بستری برای تحقیقات مرتبط باشد.
تقدیر و تشکر
از کلیه راهنمایی ها و زحمات جناب پروفسور مجد، تقدیر و تشکر می نمایم.
منابع مورد استفاده
1. Singh, S. P., Upadhyay, S. K., Pandey, A., Kumar, S., 2019. Molecular approaches in plant biology and environmental challenges. In: Molecular Approaches in Plant Biology and Environmental Challenges, Springer, Singapore, pp: 1-5.
2. Bhatia, G., Singh, A., Verma, D., Sharma, S., Singh, K., 2020. Genome-wide investigation of regulatory roles of lncRNAs in response to heat and drought stress in Brassica juncea (Indian mustard). Environmental and Experimental Botany 171: 103922.
3. Fei, X., Li, J., Kong, L., Hu, H., Tian, J., Liu, Y., Wei, A., 2020. miRNAs and their target genes regulate the antioxidant system of Zanthoxylum bungeanum under drought stress. Plant Physiology and Biochemistry 150: 196-203.
4. Singh, S., Kumar, A., Panda, D., Modi, M. K., Sen, P., 2020. Identification and characterization of drought responsive miRNAs from a drought tolerant rice genotype of Assam. Plant Gene 21: 100213.
5. Liu, J., Wang, H., Chua, N. H., 2015. Long noncoding RNA transcriptome of plants. Plant Biotechnology Journal 13: 319-328.
6. Khraiwesh, B., Zhu, J. K., Zhu, J., 2012. Role of miRNAs and siRNAs in biotic and abiotic stress responses of plants. Biochimica et Biophysica Acta (BBA). Gene Regulatory Mechanisms 1819: 137-148.
7. Willmann, M. R., Poethig, R. S., 2007. Conservation and evolution of miRNA regulatory programs in plant development. Current Opinion in Plant Biology 10: 503-511.
8. Jiang, D., Zhou, L., Chen, W., Ye, N., Xia, J., Zhuang, C., 2019. Overexpression of a microRNA-targeted NAC transcription factor improves drought and salt tolerance in rice via ABA-mediated pathways. Rice 12(1): 76.
9. Zhou, M., Tang, W., 2019. MicroRNA156 amplifies transcription factor-associated cold stress tolerance in plant cells. Molecular Genetics and Genomics 294: 379-393.
10. Liu, H. H., Tian, X., Li, Y. J., Wu, C. A., Zheng, C. C., 2008. Microarray-based analysis of stress-regulated microRNAs in Arabidopsis thaliana. Rna 14(5): 836-843.
11. Wei, L., Zhang, D., Xiang, F., Zhang, Z., 2009. Differentially expressed miRNAs potentially involved in the regulation of defense mechanism to drought stress in maize seedlings. International Journal of Plant Sciences 170: 979-989.
12. Xie, F., Wang, Q., Sun, R., Zhang, B., 2014. Deep sequencing reveals important roles of microRNAs in response to drought and salinity stress in cotton. Journal of Experimental Botany 66(3): 789-804.
13. Yang, J., Zhang, N., Mi, X., Wu, L., Ma, R., Zhu, X., Wang, D., 2014. Identification of miR159s and their target genes and expression analysis under drought stress in potato. Computational Biology and Chemistry 53: 204-213.
14. Hackenberg, M., Gustafson, P., Langridge, P., Shi, B. J., 2015. Differential expression of micro RNA s and other small RNA s in barley between water and drought conditions. Plant Biotechnology Journal 13: 2-13.
15. Li, Y., Wan, L., Bi, S., Wan, X., Li, Z., Cao, J., Li, X., 2017. Identification of drought-responsive microRNAs from roots and leaves of alfalfa by high-throughput sequencing. Genes, 8: 119.
16. Samad, A. F., Sajad, M., Nazaruddin, N., Fauzi, I. A., Murad, A., Zainal, Z., Ismail, I., 2017. MicroRNA and transcription factor: key players in plant regulatory network. Frontiers in Plant Science 8: 565.
17. Agarwal, P. K., Jha, B., 2010. Transcription factors in plants and ABA dependent and independent abiotic stress signalling. Biologia Plantarum 54: 201-212.
18. Luscombe, N. M., Thornton, J. M., 2002. Protein–DNA interactions: amino acid conservation and the effects of mutations on binding specificity. Journal of Molecular Biology 320: 991-1009.
19. Chiu, T. P., Xin, B., Markarian, N., Wang, Y., Rohs, R., 2020. TFBS-shape: an expanded motif database for DNA shape features of transcription factor binding sites. Nucleic Acids Research 48: D246-D255.
20. Lata, C., Prasad, M., 2011. Role of DREBs in regulation of abiotic stress responses in plants. Journal of Experimental Botany 62: 4731-4748.
21. Wang, J., Wang, F., Jin, C., Tong, Y., Wang, T., 2020. A R2R3-MYB transcription factor VvMYBF1 from grapevine (Vitis vinifera L.) regulates flavonoids accumulation and abiotic stress tolerance in transgenic arabidopsis. The Journal of Horticultural Science and Biotechnology 95: 147-161.
22. Liu, X., Meng, P., Yang, G., Zhang, M., Peng, S., Zhai, M. Z., 2020. Genome-wide identification and transcript profiles of walnut heat stress transcription factor involved in abiotic stress. BMC Genomics 21: 1-13.
23. Brasileiro, A. C., Morgante, C. V., Araujo, A. C., Leal-Bertioli, S. C., Silva, A. K., Martins, A. C., Saraiva, M. A., 2015. Transcriptome profiling of wild Arachis from water-limited environments uncovers drought tolerance candidate genes. Plant Molecular Biology Reporter 33: 1876-1892.
24. Moumeni, A., Satoh, K., Kondoh, H., Asano, T., Hosaka, A., Venuprasad, R., Kikuchi, S., 2011. Comparative analysis of root transcriptome profiles of two pairs of drought-tolerant and susceptible rice near-isogenic lines under different drought stress. BMC Plant Biology 11: 174.
25. Berry-Lowe, S. L., Mc, T. K., Shah, D. M., & Meagher, R. B., 1982. The nucleotide sequence, expression, and evolution of one member of a multi-gene family encoding the small subunit of ribulose-1, 5-bisphosphate carboxylase in soybean. Journal of Molecular and Applied Genetics 1: 483-498.
26. Nakashima, K., Ito, Y., Yamaguchi-Shinozaki, K., 2009. Transcriptional regulatory networks in response to abiotic stresses in Arabidopsis and grasses. Plant Physiology 149: 88-95.
27. Dubos, C., Stracke, R., Grotewold, E., Weisshaar, B., Martin, C., Lepiniec, L., 2010. MYB transcription factors in Arabidopsis. Trends in Plant Science 15: 573-581.
28. Miyakawa, T., Fujita, Y., Yamaguchi-Shinozaki, K., Tanokura, M., 2013. Structure and function of abscisic acid receptors. Trends in Plant Science 18: 259-266.
29. Xu, Z. S., Chen, M., Li, L. C., Ma, Y. Z., 2011. Functions and application of the AP2/ERF transcription factor family in crop improvement Journal of Integrative Plant Biology 53: 570-585.
30. Zhang, B., Pan, X., Cannon, C. H., Cobb, G. P., Anderson, T. A., 2006. Conservation and divergence of plant microRNA genes. The Plant Journal 46: 243-259.
31. Trindade, I., Capitão, C., Dalmay, T., Fevereiro, M. P., Dos Santos, D. M., 2010. miR-398 and miR-408 are up-regulated in response to water deficit in Medicago truncatula. Planta 231: 705-716.
32. Wu, P., Han, S., Zhao, W., Chen, T., Zhou, J., & Li, L. (2015). Genome-wide identification of abiotic stress-regulated and novel microRNAs in mulberry leaf. Plant Physiology and Biochemistry, 95, 75-82.
33. Lu, S., Sun, Y. H., Shi, R., Clark, C., Li, L., Chiang, V. L., 2005. Novel and mechanical stress–responsive microRNAs in Populus trichocarpa that are absent from Arabidopsis. The Plant Cell 17: 2186-2203.
34. Chen, H., Li, Z., Xiong, L., 2012. A plant microRNA regulates the adaptation of roots to drought stress. Febs Letters 586: 1742-1747.
35. Xu, D., Duan, X., Wang, B., Hong, B., Ho, T. H. D., Wu, R., 1996. Expression of a late embryogenesis abundant protein gene, HVA1 from barley confers tolerance to water deficit and salt stress in transgenic rice. Plant Physiology 110: 249-257.
36. Reyes, J. L., Chua, N. H., 2007. ABA induction of miR159 controls transcript levels of two MYB factors during Arabidopsis seed germination. The Plant Journal 49: 592-606.
Original article
The effect of dehydration stress on the expression of MYB, AP2, mir-172 and mir-159 genes in the leaves of Narcissus pseudonarcissus L.
Maryam Alsadt Kamishirazi 1, Ahmad Majd 2,*, Sedighe Arbabian 3, Golnaz Tajadod 4
1,2,3,4 Faculty of Biological Sciences, Islamic Azad University, North Tehran Branch
*Corresponding author: M.shirazi@iautmu.ac.ir
Abstract
Advances in the world are causing changes in the living conditions of living things, including plants. Plants must be able to adapt to environmental stressful conditions in a variety of ways, even molecular methods. One mechanism is to regulate gene expression after transcription by miRNAs (microRNAs). MicroRNAs often have 20 to 22 nucleotides, some of whose target genes belong to transcription factors. The expression of microRNAs changes in response to dehydration stress. In the present study, Narcissus bulbs were grown under different irrigation conditions (from once a week to once every two months). The leaves of 60-day-old plants were used to extract miR172-miR159 by q PCR method. The results showed a significant increase in the expression of MYB and AP2 genes and no expression of 159 and 172 microRNAs in the treated and control samples. Therefore, miR172-miR159 is not affected by dehydration stress. Given that the expression of dehydration genes has been evaluated for the first time in the Narcissus pseudonarcissus, therefore, this study can provide a good basis for further investigation in this case.
Keywords: miRNA159, miRNA172, MYB, AP2, drought stress
