بررسی و مقایسه ماده مؤثره اپی گالوکاتچین گالات در کالوس حاصل از کشت بافت گیاه دارویی (Camellia sinensis (L.) Kuntze) به روش نوین استخراج با پلیمر قالب مولکولی (MIP)
الموضوعات :
آذرم موحدی
1
(گروه زیست شناسی- دانشکده علوم پایه- واحد گرگان- دانشگاه آزاد اسلامی- گرگان- ایران)
مازیار احمدی گلسفیدی
2
(معاون پژوهش و فناوری- دانشگاه آزاد اسلامی گرگان)
مهدی علیزاده
3
(عضو هیئت علمی گروه علوم باغبانی/ دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان)
الکلمات المفتاحية: کشت بافت, چای سبز, کالوس, پلیمر قالب مولکولی, اپی‌گالوکاتچین گالات,
ملخص المقالة :
به دلیل اهمیت اپی گالو کاتچین گالات EGCG” “در گیاه چای در صنایع دارویی و غذایی، به بررسی و مقایسه میزان EGCG در عصاره برگ جوان (دوبرگی) و مسن و کالوس گیاه پرداخته و اقدام به جداسازی و اندازه‌گیری EGCG در عصاره کالوس به روش پلیمر قالب مولکولی MIP در سال 1397در داروسازی گیاه اسانس شد. جهت تولید و تحریک کال‌زایی، کالوس گیاه چای برداشت شده از منطقه غرب مازندران در محیط‌های کشت MS، SH و WPM با مقادیر مختلف از هورمون‌های گیاهی کشت شد. برگ و کالوس با متانول 70 درصد به روش ماسراسیون عصاره-گیری شدند. برای خالص سازی EGCG از عصاره کالوس، مقدار نانولوله‌ی چند دیواره و عامل‌دار کربن (MWCNTs) در محدوده‌ی 10-1 میلی‌گرم، در ساخت CNTs-MIP بررسی و بهینه شد. EGCG در عصاره کالوس با CNTs-MIP ، استخراج و میزان آن با کروماتوگرافی فاز مایع تعیین شد. بیشترین حجم کالوس در محیط WPM و بیشترین میزان EGCG در محیط SH با غلظت بهینه از هورمون‌های BA (2 mg/L), 2,4-D (0.5 mg/L)، مشاهده شد. افزودن 8 میلی‌گرم از MWCNTs به ساختار پلیمر، میزان بیشتری از EGCG را استخراج نمود. EGCG در برگ جوان و مسن و کالوس گیاه به ترتیب 34/37، 19/7، 13/0 میلی‌گرم در گرم می‌باشد. میزان EGCG در کالوس با استفاده از CNTs-MIP، 91/0 میلی‌گرم در گرم محاسبه شد. با وجود مقدار کم EGCG در کالوس، با استفاده از CNTs-MIP مقدار این ماده با ضریب تغلیظ 8 برابری قابل اندازه‌گیری و بیانگر کارایی این تکنیک می باشد.
_||_
1.Ahmadi-Golsefidi, M., Es,haghi, Z., and Sarafraz-Yazdi, A. 2012. Design, synthesis and evaluation of a molecularly imprinted polymer for hollow fiber- solid phase microextraction of chlorogenic acid in medicinal plants. Journal of Chromatography A, 1229: 24-29.
2.Alizadeh, M. 1390. A user manual on Plant tissue culture and micropropagation, Nowruz Publications, Gorgan, 322p.
3. Alothman, Z.A., and Wabaidur, S.M. 2018. Application of carbon nanotubes in extraction and chromatographic analysis: A review. Arabian Journal of Chemistry, 1-19.
4. Bansal, S., Choudhary, S., Sharma, M., Kumar, S.S., Lohan, S., Bhardwaj, V., Syan, N., and Jyoti, S. 2013. Tea: A native source of antimicrobial agents. Food Research International, 53 (2): 568-584.
5. Basuki, S. 2011. Produksi Epigallocatechin Gallate Pada Kultur in vitro Kalus Camellia sinensis Sebagal Kandidat Pangan Fungsional. Journal Tecknologi Pangan, 5(2):92-100.
6. Beltz, L.A. 2009. The effects of the green tea polyphenol epigallocatechin gallate on the central nervous, endocrine, and innate immune systems. 137-152. In: Ramawat, K.G., (ed.). Herbal Drugs: Ethnomedicine to Modern Medicine. Springer, India, 402p.
7. Braun, L., Cohen, M., 2015. Herbs & natural supplements, An evidence-based guide. Elsevier, Australia, 1362p.
8. Chopade, V.V., Phatak, A.A., Upaganlawar, A.B., and Tankar, A.A. 2008. Green tea (Camellia sinensis) chemistry, traditional, medicinal uses and its pharmacological activities-a review. Pharmacognosy Reviews, 2 (3): 157-162.
9. Es’haghi, Z., Ahmadi- Golsefidi, M., Saify, A., Tanha, A.A., Rezaeifar, Z., and Alian-Nezhadi, Z. 2010. Carbon nanotube reinforced hollow fiber solid/ liquid phase microextraction: A novel extraction technique for the measurement of caffeic acid in Echinacea purpurea herbal extracts combined with high-performance liquid chromatography. Journal of Chromatography A, 1217: 2768–2775.
10. Es’haghi, Z., Rezaeifar, Z., Rounaghi, G.H., Nezhadi, Z.A., and Ahmadi- Golsefidi, M. 2011. Synthesis and application of a novel solid-phase microextraction adsorbent: hollow fiber supported carbon nanotube reinforced sol-gel for determination of phenobarbital. Analytica Chimica Acta, 689(1): 122-8.
11. Ghasemzadeh, A., and Ghasemzadeh, N. 2011. Flavonoids and phenolic acids: Role and biochemical activity in plants and human. Journal of Medicinal Plants Research, 5(31): 6697-6703.
12.Gruenwald, J., Brendler, T., and Jaenicke, C. 2007. PDR For herbal medicines. Thomson Healthcare Inc, U.S.A, 1026p.
13.Hussain, M.S., Fareed, S., Ansari, S., Rahman, M.A., Ahmad, I.Z., and Saeed, M. 2012. Current approaches toward production of secondary plant metabolites. Journal of Pharmacy and Bioallied Sciences, 4 (1): 10-20.
14.International Standard, 2005, ISO 14502-2(E), Switzerland, 23p.
15.Jain, S.C., Pancholi, B., and Jain, R. 2012. In-vitro Callus Propagation and Secondary Metabolite Quantification in Sericostoma pauciflorum. Iranian Journal of Pharmaceutical Research, 11(4): 1103-1109.
16.Karuppusamy, S. 2009. A review on trends in production of secondary metabolites from higher plants by in vitro tissue, organ and cell cultures. Journal of Medicinal Plants Research, 3(13): 1222-1239.
17.Khaliq, A., Rashid, H., and Quraishi, A. 2002. Tissue culture studies of Tea (Camellia sinensis L.). Pakistan Journal of Agricultural Research, 17 (3): 297-301.
18.MofidBojnordi, M., Aghdasi, M., Mianabadi, M., and Nadaf, M. 2016. Optimization of callus induction and ephedrine production in Ephedra major. Journal of Plant Researches (Iranian Journal of Biology), 29 (1): 199-209.
19.Muthaiya, M.J., Nagella, P., Thiruvengadam, M., and Mandal, A.K.A. 2013. Enhancement of the Productivity of Tea (Camellia sinensis L.) Secondry Metabolites in Cell Suspension Cultures Using Pathway Inducers. Journal of Crop Science and Biotechnology, 16(2): 143-149.
20.Naz, A., Parween, R., Farheen, R., Kishwar, F., and Anwar, A. 2018. Infusion extracts of commercially available tea bag samples. FUUAST Journal of Biology, 8(1): 147-152.
21.Nikolaeva, T.N., Zagoskina, N.V., and Zaprometov, M.N. 2009. Production of phenolic compounds in callus cultures of tea plant under the effect of 2,4-D and NAA. Russian Journal of Plant Physiology, 56 (1): 45-49.
22.Pizzorno, J.E., Murray, M.T., Joiner-Bey, H. 2016. The clinical,s handbook of natural medicine. Elsevier Inc, U.S.A, 992p.
23.Ramachandra, R.S., and Ravishankar, G.A. 2002. Plant cell cultures: chemical factories of secondary metabolites. Biotechnology Advances, 20: 101–153.
24.Reygaert, W.C. 2014. The antimicrobial possibilities of green tea. Frontiers in Microbiology, 5: 434.
25.Tian, M., Zhang, H., Row, K.H, 2012. Solid- Phase extraction of catechin compounds from green tea by catechin molecular imprinted polymers . Asian Journal of Chemistry. 24 (10): 4606- 4610.
26.Watson, R., and Preedy, V.R. 2008. Botanical medicine in clinical practice. CABI, London, 915p.
27.Xueqing, Y., Yingjun, J., and Nana, Y. 2017. The effective and selective separation of (-) – epigallocatechin gallate. The Journal of Food Science and Technology, 54 (3): 770-777.
28.Zhang, H., Xu, F., Duan, Y.; Luo, X., Zhang, C., Yan, Y., Sun, G., and Sun, X. 2013. Selective adsorption and separation of (-)-epigallocatechin gallate (EGCG) based on silica gel surface molecularly imprinted polymers. IERI Procedia, 5: 339-343.
