کنترل آلودگی های درون شیشه ای Dionysia tapetodes به منظور ارائه روش بهینه ریزازدیادی این گیاه

Subject Areas : Journal of Ornamental Plants

لیلا سمیعی ¹ (استادیار، گروه پژوهشی گیاهان زینتی، پژوهشکده علوم گیاهی، دانشگاه فردوسی مشهد، مشهد، ایران)
Maedeh Aghdaei ² (دانشجوی دکتری، گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه فردوسی مشهد، مشهد، ایران)
سعیدرضا وصال ³ (استادیار، گروه پژوهشی بقولات، پژوهشکده علوم گیاهی، دانشگاه فردوسی مشهد، مشهد، ایران)

Received: 2016-10-02 Accepted : 2017-03-01 Published : 2017-12-01

Keywords: کلرید جیوه, آلودگی‌های میکروبی, هیپوکلریت سدیم (NaOCl), ضدعفونی سطحی,

Abstract :

آلودگی­های میکروبی درون شیشه­ای، یکی از  مهمترین مشکلات در فرایندکشت بافت گیاهان می­باشند. تلاش­های اولیه جهت ریزازدیادی Dionysia tapetodes که یک گیاه زیبای بالشتکی صخره­ای در شمال شرق ایران می­باشد، منجر به صد درصد آلودگی ریزنمونه­ها گردید. از این رو مطالعه حاضر به منظور ارائه پروتکل مؤثر ضدعفونی سطحی ریزنمونه­های گیاه دیونیزیا با استفاده از مواد ضدعفونی کننده مختلف  مانند هیپوکلریت سدیم، اتانول و کلرید جیوه در غلظت­ها و زمان­های مختلف صورت گرفت. مؤثرترین روش ضدعفونی که منجر به دستیابی به 6/91 درصد ریزنمونه­های سالم گردید با استفاده از کلرید جیوه  با غلظت 1/0 درصد به مدت 4 دقیقه بدست آمد، البته این ماده در غلظت­های بالاتر ( 2/0 درصد) برای بافت­های گیاه حالت سمیت نشان داد و منجر به نکروزه شدن بافت ریزنمونه­ها به میزان 66/41  درصد گردید. همچنین علی­رغم اینکه هیپوکلریت سدیم به عنوان یک ماده ضدعفونی کننده عمومی در کشت بافت شناخته شده است، این ماده به اندازه کلرید جیوه در حذف آلودگی­های میکروبی در ریزنمونه­های گیاه دیونیزیا مؤثر نبود و استفاده از آن در غلظت 3 درصد و به مدت 15 دقیقه در فرایند ضدعفونی باعث بروز 75 درصد آلودگی میکروبی در ریزنمونه­ها شد. در مجموع در مطالعه حاضر یک روش بهینه جهت ضدعفونی ریزنمونه های D. tapetodes و دسترسی به گیاهان عاری از بیماری این گیاه ارائه گردید که این امر می­تواند فرایند ریزازدیادی گیاه دیونیزیا را در آینده تسهیل نماید.

References:

Barampuram, S., Allen, G. and Krasnyanski, S. 2014. Effect of various sterilization procedures on

the in vitro germination of cotton seeds. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 118: 179-185.

Daniels, S.J. 1994. The physiology of Dionysa aretiodes during micropropagation. Durham University.  

Dychdala, G.R. 1991. Chlorine and chlorine compounds. p. 133-135. In: S.S. Block (ed.), Disinfection,

sterilization, and preservation. 4

th

edn. Lea & Febiger, Philadelphia.

Goyal, D. and Bhadauria, S. 2006. In vitro propagation of Ceropegia bulbosa using nodal segments.

Indian Journal of Biotechnology, 5(4): 565-567.

Islam, S., Dewan, M., Mukul, M., Hossain, M. and Khatun, F. 2010. In vitro regeneration of Anthurium

andreanum cv. ʻNittaʼ. Bangladesh Journal of Agricultural Research, 35(2): 217-226.

Jalali, N., Naderi, R., Teixeira da Silva, J.A., Babalar, M. and Mirmasoumi, M. 2010. Influence of

salt concentration of media and plant growth regulator combination on callus formation and

somatic embryogenesis of Cyclamen persicum Mill. Floriculture and Ornamental Biotechnology,

4(1): 84-87.

Jamzad, Z. 1999. Flora of Iran no. 25: Primulaceae. Research Institute of Forests and Rangelands. Tehran.

Joseph, D., Martin, K., Madassery, J. and Philip, V. 2003. In vitro propagation of three commercial

cut flower cultivars of Anthurium andraeanum Hort. Indian Journal of Experimental Biology,

41(2): 154-159.

Khan, M.R., Rashid, H. and Quraishi, A. 2002. Development of aseptic protocols in olive (Olea

europaea L.) cv. Pendollino. Asian Journal of Plant Sciences, 1(3): 220-221.

Kocak, M., Izgu, T., Sevindik, B., Tutuncu, M., Curuk, P., Simsek, O., Kacar, Y.A., Teixeira da Silva,

J.A. and Mendi, Y.Y. 2014. Somatic embryogenesis of Turkish Cyclamen persicum Mill. Scientia

Horticulturae, 172: 26-33.

Kumari, S., Desai, J. and Shah, R. 2011. Callus mediated plant regeneration of two cut flower cultivars

of Anthurium andraeanum. Journal of  Applied Horticulture, 13(1): 37-41.

Lidén, M. 2007. The genus "Dionysia (Primulaceae)", a synopsis and five new species. Willdenowia,

37(1): 37-61.

Morozowska, M. and Wesołowska, M. 2004. In vitro clonal propagation of Primula veris L. and

preliminary phytochemical analysis. Acta Biologica Cracoviensia Series Botanica, 46, 169-175.

Naderi, R., Jalali, N., Babalar, M. and Mirmasoumi, M. 2011. Estimate of callus induction and somatic

embryogenesis in Cyclamen. International Journal of Agriculture and Crop Sciences, 4(11):

699-702.

Niedz, R. and Bausher, M. 2002. Control of in vitro contamination of explants from greenhouse

and field-grown trees. In Vitro Cellular and Developmental Biology – Plant, 38(5): 468-471.

Patel, A., Phulwaria, M., Rai, M., Gupta, A., Shekhawat, S. and Shekhawat, N. 2014. In vitro propagation

and ex vitro rooting of Caralluma edulis (Edgew.) Benth. and Hook. f.: An endemic and endangered

edible plant species of theThar Desert. Scientia Horticulturae, 165: 175-180.

Saxena, S. 1990. In vitro propagation of the bamboo (Bambusa tulda Roxb.) through shoot proliferation.

Plant Cell Reports, 9 (8): 431-434.

Schween, G. and Schwenkel, H.G. 2002. In vitro regeneration in Primula spp. via organogenesis.

Plant Cell Reports, 20 (11): 1006-1010.

Tiwari, S., Arya, A. and Kumar, S. 2012. Standardizing sterilization protocol and establishment of

callus culture of sugarcane for enhanced plant regeneration in vitro. Research Journal of Botany,

7(1): 1-7.

Valant-Vetschera, K. M., Bhutia, T. D. and Wollenweber, E. 2010. Chemodiversity of exudate

flavonoids in Dionysia (Primulaceae): A comparative study. Phytochemistry, 71(8): 937-947.

Yadav, K., Aggarwal, A. and Singh, N. 2012. Actions for ex situ conservation of Gloriosa superba

L.-an endangered ornamental cum medicinal plant. Journal of Crop Science and Biotechnology,

15(4): 297-303.