The effect of pretreatment with different concentrations of urea on physiological and biochemical properties of maize (Zea mays L.) under Salinity Stress
Subject Areas :
Homa Zarei
1
,
Mohammad Sedghi
2
,
Salim Farzaneh
3
,
Haniyeh Saadat
4
1 - M.Sc. Student of Seed Science and Technology, University of Mohaghegh Ardabili Faculty of Agriculture and Natural, Ardabil, Iran
2 - Professor, Department of Agronomy and Plant Breeding, University of Mohaghegh Ardabili Ardabil, Iran
3 - Assistant Professor of Agriculture Department, Faculty of Agriculture, University of Mohaghegh Ardabili, Ardabili, Iran
4 - Ph.D in Ecology,University of Mohaghegh Ardabili, Faculty of Agriculture and Natural Resources, Department of Agronomy and Plant Breeding
Keywords: Antioxidant enzymes, Priming, Sodium chloride, Urea,
Abstract :
In order to investigate Effect of different concentrations of urea on physiological and biochemical properties of maize (Zea mays L.) under Salinity Stress a factorial experiment was conducted based on completely randomized design at the University of Mohaghegh Ardabili in 2021. The investigated factors were different levels of salinity (zero, 100 and 200 mM) and different levels of urea solution (zero, 1.5 and 3%). The results showed that salinity stress decreased Germination Percentage (GP), Germination Rate (GR), Germination uniformity (GU), Radicle and Pedicel Length (RL and PL) and Radicle Fresh and Dry Weight (RFW and RDW), But priming with urea improved these traits. The highest Medium Germination Time (MGT) was related at 200 mM salinity and control (distilled water). The activity of catalase and peroxidase enzymes increased with salinity intensification and the highest amount was observed at 200 mM salinity. Priming with 3% urea solution improved these enzymes. The superoxide dismutase enzyme activity in priming with 3% urea and 200 mM salinity compared to the control showed an increase about 61%. Amylase and protein in pretreatment with urea 3% and without salinity compared to the control showed an increase respectively about 73% and 70%. According to the observed results, seeds primed with 3% urea solution had the greatest effect on salinity stress in maize. According to the observed results, seeds primed with 3% urea solution had the greatest effect on salinity stress in maize.
Abdoli, M. 2020. Effect of aging of seed and hydro-priming on germination characteristics and
activity of some antioxidant enzymes of hybrid corn (Zea mays L.). Seed Sci. Res. 7(2): 147-159
Acosta-Motos, J., Ortuño, M., Bernal-Vicente, A., Diaz-Vivancos, P., Sanchez-Blanco, M. and Hernandez, J. 2017. Plant responses to salt stress: adaptive mechanisms. Agronomy. 7(1): 1-38
Aebi, H. 1984. Catalase in vitro. Methods of Enzymology, 105: 121-126
Afzal, I., Aslam, N., Mahmood, F., Hameed, A., Irfan, S. and Ahmed, G. 2004. Enhancement of germination and emergence of canola seeds by different priming Techniques. Caderno de pesquisa Biol. 16(1): 19-34
Afzal, I., Basra, S. M. A., Ahmad, R., and Iqbal, A. 2002. Effect of different seed vigour
enhancement techniques on hybrid maize (Zea mays L.). Pak. J. Agric. Sci. 39: 109-112
Al-Taisan, W. A. 2010. Comparative effects of drought and salt stresses on germination and seedling growth of Pennisetum divisum (Gmel.) Henr. Am. J. Appl. Sci. 7 (5):640-646
Ansari, O. and Sharifzadeh, F. 2012. Osmo and hydropriming mediated germination improvement under cold stress conditions in mountain rye (Secale montanum). Cercetari Agron. Mold. 3: 53-62
Ashraf, M. and Foolad, M. R. 2005. Pre-sowing seed treatment a shotgun approach to improve germination growth and crop yield under saline and none-saline conditions. Adv. Agron. 88: 223-271
Bahmani, M., Rahimi, D., Sadeghipour, A. and Kartuly Nezhad, D. 2016. Effects of priming with different concentrations of potassium salt on seed germination and vigor indices of (Capparis cartilaginea). J. Ran. 10(2): 180-190
Bakht, J., Shafi, Y., Jamal, Y. and Sher, H. 2011. Response of maize (Zea mays L.) to seed priming with NaCl and salinity stress. Span. J. Agri. Res. 9(1): 252-261
Basra, S. M. A., Pannu, I. A. and Afzal, I. 2003. Evaluation of seedling vigour of hydro and matriprimed wheat (Triticum aestivum L.) seeds. Int. Agri. Biol. 5:121- 123
Bor, M., Ozdemir, F. and Turkan, I. 2003. The effect of salt stress on lipid peroxidation and antioxidants in leaves of sugar beet Beta vulgaris L. and wild beet Beta maritima L. Plant Sci. 164: 77-84
Caruso, G., Cavaliere, C., Foglia, P., Gubbiotti, R., Samperi, R. and Lagana, A. 2009. Analysis of drought responsive proteins in wheat (Triticum durum) by 2D-PAGE and MALDI-TOF mass spectrometry. Plant Sci. 177: 570–576
Chaoui, A. and Ferjani, E. 2005. Effects of cadmium and copper on antioxidant
capacities, lignification and auxin degradiation in leaves of Pea (Pisium sativum L.) seedlings. Comptes Ren. Biol. 328: 23-31
Chen, K., Fessehaie, A. and Arora, R. 2012. Dehydrin metabolism is altered during seed osmopriming and subsequent germination under chilling and desiccation in Spinacia oleracea L. cv. Bloomsdale: possible role in stress tolerance. Plant Sci.183: 27-36
Copeland, L.O. and Mcdonald, M. B. 2012. Principles of seed sciences and technology. Second edition, Minneapolis: Burgess Publishing.
Duman, I. 2006. Effect of seed priming with PEG and K3PO4 on germination and seedling growth in lettuce. J. Biol. Sci. 9: 923-928
Farhoudi, R. 2018. Effect of seed halopriming on germination and seedling physiological
characteristics of wheat (Triticum aestivum) cultivars Niknijad and Qods under salt stress
condition. Iran. J. Seed Sci. Res. 5(1): 95-107
Farooq, M., Basra, S. M. A., Tabas sum, R. and Afzal, I. 2006. Enhancing the performance of direct seeded, fine rice by seed priming. Plant Prod. Sci. 9: 446-456
Gholamalipoor, R. 2010. Effect of seed priming on growth and salinity tolerance of Cucurbita pepo under salt stress. J. Agr. Plant Breed. 6(2): 42-53
Gholami, A., Shahsavani, S. and Nezarat, S. 2009. The Effect of plant growth promoting rhizobacteria (PGPR) on germination, seedling growth and yield of maize. Proceedings of Word Academy of Science. Eng. Technol. 37: 2070-3740
Giannopolitis, C. N. and Ries, S. K. 1977. Suoeroxide dismutase. I. Occurrence in higher plants. J. Plant Physiol. 59: 309-314
Hasani, Z., Amraie, N., Ahmadi, K. and Omidi, H. 2021. Effect of priming on seed germination and morpho-physiological traits of Portulacaoleracea L. under salinity stress. Iran. J. Seed Sci. Res. 8(3): 293-310
Hassanzadeh Kohal Sofla, S. 2014. Effect of seed priming on seedling growth and antioxidant
enzymes activates of sweet corn under salinity condition. Iran. J. Plant Ecophysiol, 33(1):21-28
Hus J. L. and Sung, J. M. 1997. Antioxidant role of glutathione associated with accelerated aging and hydration of triploid Watermelon seeds. Physiol. Plantarum. 100: 967-974
Islam, F., Yasmeen, T., Ali, S., Ali, B., Farooq, M. and Gill, R. 2015. Priming-induced antioxidative responses in two wheat cultivars under saline stress. Acta Physiol. Plantarum, 37: 153-163
Jahantigh, O., Najafi, F., Naghdi Badi, H., Khavari-Nejad, R. and Sanjarian, F. 2016. Changesn in antioxid ant enzymes activities and proline, total phenol and anthocyanine contents in Hyssopus officinalis L. plants. J. Acta Biol. Hungarica. 67 (2): 195–204
Kafi, M. 2002. Cumin production and processing technology. University of Mashhad Publication. P 200
Kalpana, R. and Rao, M. K. V. 1995. On the ageing mechanism in pigeon pea (Cajanus cajan (L.) Millsp.) Seeds. Seed Sci. Technol. 23: 1-9
Kapoor, N., Aria, A., Siddiqui, M. A., Kumar, H. and Amir, A. 2011. Physiological and biochemical changes during seed deterioration in aged seeds of rice (Oryza sativa L.). Ameri. J. Plant Physiol. 6: 28-35.
Kaur, S., Gupta, A. K. and kaur, N. 2005. Seed priming increase crop yield possibly by
modulating enzymes of sucrose metabolism in chickpea. J. Agron. Crop Sci. 191:81-87
Khajeh-Hosseini, M., Powell, A. A. and Bingham, I. J. 2003. The interaction between salinity stress and seed vigour during germination of soybean seeds. Seed Sci. Technol. 31: 715-725.
Khan, M. U., Shirazi, M. A., Khan, S. M. and Mujtaba E. 2009. Role of proline, K/Na ratio and chlorophyll content in salt tolerance of wheat (Triticum aestivum L.). Pak. J. Bot. 41(2): 633-638
MacAdam, J. W., Nelson, R. and Sharp, E. 1992. Peroxidase activity in the leaf elongation zone of tall fescue. Plant Physiol. 99: 872-878
MacDonald, M. B. 1999. Seed deterioration: physiology, repaired and assessment. Seed Sci. Technol. 27: 177-237
Mansouri, A. and Omidi, H. 2018. Effects of potassium nitrate on germination indices of green basil (Ocimum basilicum L.) under water deficit stress. J. Seed Res. 8(2):19-28
Matsushima, K.I. and Sakagami, J.I. 2013. Effects of seed hydropriming on germination and seedling vigor during emergence of rice under different soil moisture conditions. Am. J. Plant Sci. 4(8): 1584-1593
McDonald, M. B. 1998. Seed quality assessment. Seed Sci. Res. 8: 265-275
Mittler, R. 2002. Oxidative stress, antioxidants and stress tolerance. Trends Plant Sci. 7: 405-410
Nawaz, A., Amjad, M., Pervez, M. A. and Afzal, I. 2011. Effect of halopriming on germination and seedling vigor of tomato. African J. Agri. Res. 6: 3551-3559
Netondo, G.W., Onyango, J. and Beck E. 2004. Sorghum and Salinity: I. Response of growth, water relation, and ion accumulation to NaCl salinity. Crop Sci. 44:797-805
Omidi, H., Leyla, J. and Hasanali, N. 2014. Seeds of medicinal plants and crops. Natural Res. Environ.269-189
Omidi, H., Soroushzadeh, A., Salehi, A. and Ghezeli, F. 2005. Evaluation of priming pretreatments on germination rapeseed. Agri. Sci. Technol. 19(2): 1-10
Parihar, P., Singh, S., Singh, R., Singh, V. P. and Prasad, S. M. 2015. Effect of salinity stress on plants and its tolerance strategies: a review. Environ. Sci. Pollut. Res. 22(6): 4056-4075.
Qasim, M., Ashraf, M. M., Jamil, A. M., Rehman, Y. S. and Rha, E. S. 2012. Water relations and gas exchange properties in some elite canola (Brassica napus L.) lines under salt stress. An. Appli. Biol. 142: 307-316
Saadat, H., Sedghi, M., Seyed Sharifi, R. and Farzaneh, S. 2023a. Effect of chitosan on germination indices of common bean (Phaseolus vulgaris) (cv. Sedri) seeds under salt stress. Iranian J. Seed Res. 9(2): 10
Saadat, T., Alidoost, H. and Sedghi, M. 2021.The effect of priming and exhaustion on the germination of rice seed masses with different strength. J. Seed Res. 10(37):65-73
Saadat. H., Soltani, E. and Sedghi, M. 2023b. The effect of seed priming with chitosan on germination characteristics and activity of antioxidant enzymes in rice seedlings (Oryza Sativa L.) under salinity stress. Plant Pro. Fun. 12(54): 15
Saeedi Goraghani, H. R., Ranjbar Fordoei, A., Soleimani Sardo, M. and Mahdavi, M. J. 2017. Effect of salinity and drought stresses on germination stage and growth of black cumin (Bunium Persicum Boiss). Iran. J. Field Crops Res. 15(1): 1-7
Shekari, F., Baljani, R., Saba, J., Afsahi, K. and. Shekari, F. 2010. Effect of seed priming with salicylic acid on growth characterisics of borage (Borago officinalis) plants seedlings. J. New Agri. Sci. 6(18): 47-53
Shinde, S., Paralikar, P., Ingle, A. and Rai, M. 2018. Promotion of seed germination and seedling growth of Zea mays by magnesium hydroxide nanoparticles synthesized by the filtrate from Aspergillus niger. Arab. J. Chem. 13: 3172–3182
Soltani, A., Galeshi, S., Zeinali, E. and Latifi, N. 2001. Genetic variation for and interrelationships among seed vigor traits in wheat from the Caspian Sea voasts of Iran. Seed Sci. Technol. 29: 653-662
Sung, F. J. and Chang, Y. H. 1993. Biochemical activities associated with priming of sweet corn seeds to improve vigor. Seed Sci. Technol. 21: 97-105
Tania, S. S., Rhaman, M. S. and Hossain, M. M. 2020. Hydro-priming and halo-priming improve seed germination, yield and yield contributing characters of okra (Abelmoschusesculentus L.). Trop. Plant Res. 7: 86–93
Zanoosh, Z., Ansari, M. H. and Mostafavi Raad, M. 2014. The effect of chemical and biological priming on yield and yield components of fava plant (Vicia faba L.). J. Plant Environ. Physiol. 10 (40): 73-83.
Zorb, C., Geilfus, C., Mühling, K. and Ludwig-Müller, J. 2013. The influence of salt stress on ABA and auxin concentrations in two maize cultivars differing in salt resistance. J. Plant Physiol. 170: 220 – 224
اثر پیشتیمار با غلظتهای مختلف اوره روی خصوصیات فیزیولوژیکی و بیوشیمایی ذرت (Zea mays L.) تحت تنش شوری
چكيده
به منظور بررسی اثر پیشتیمار با غلظتهای مختلف اوره روی خصوصیات فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی ذرت تحت تنش شوری، آزمایشی بهصورت فاکتوریل در قالب طرح کاملا تصادفی در سه تکرار در دانشگاه محقق اردبیلی در سال 1401 اجرا گردید. فاکتورهای مورد بررسی سطوح مختلف شوری (صفر، 100 و ۲۰۰ میلیمولار) و سطوح مختلف محلول اوره (صفر، 5/1 و ۳ درصد) بود. نتايج نشان داد شوری درصدجوانهزنی، سرعت جوانهزنی، یکنواختی جوانهزنی، طول ریشهچه و ساقهچه، وزن تر و خشک ریشهچه و ساقهچه را کاهش داد. ولی پیشتیمار با اوره این صفات را بهبود بخشید. بیشترین میانگین مدت جوانهزنی در شوری200 میلیمولار و شاهد (آب مقطر) مشاهده شد. فعالیت آنزیمهای کاتالاز و پراکسیداز با تشدید شوری افزایش یافتند و بیشترین مقدار آنها در شوری 200 میلیمولار مشاهده شد. پیشتیمار با محلول اوره 3 درصد این آنزیمها را بهبود بخشید. فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسمیوتاز در پرایمینگ با اوره 3 درصد و شوری200 میلیمولار نسبت به شاهد حدود 61 درصد افزایش نشان داد. آنزیم آمیلاز و پروتئین در پیشتیمار با اوره 3 درصد و بدون شوری نسبت به شاهد به ترتیب حدود 73 و 70 درصد افزایش نشان دادند. با توجه به نتایج مشاهده شده بذرهای پرایم شده با محلول اوره 3 درصد بیشترین تاثیر را در شرایط تنش شوری روی ذرت داشتند.
وازههای کلیدی: آنزیمهای آنتیاکسیدانت، اوره، پرایمینگ، کلرید سدیم
مقدمه
ذرت (Zea mays L.) یکی از مهمترین غله در مناطق گرمسیري و معتدل است و پس از گندم و برنج مقام سوم را به خود اختصاص داده است. این گیاه غنی از پروتیئین و مواد قندی بوده و برای دامها بسیار مفید است (Gholami et al., 2009). گیاهی با قدرت تطابق بالا به شرایط محیطی است و تقریباً در اکثر مناطق مختلف کشور کشت میشود. تنش شوري یکـی از مهـمتـرین تـنشهـاي محیطـی محدودکننده گیاهان زراعـی بهخصوص در منـاطق خشـک و نیمـه خشـک جهان میباشد و بهعنوان یک مشکل اصلی در کشاورزی شناخته شده است (Acosta-Motos et al., 2017)، همچنین تنش شوری، یکی از اصلیترین عوامل بازدارنده جوانهزنی و رشد گیاهچه است. مرحله جوانهزنی حساسیت بیشتری به تنش شوری دارد و تنش با شدت کمتر هم روی آن تاثیر میگذارد (Jahantigh et al., 2016). تنش شوري، جوانهزني بذر و استقرار گياهچه را از طريق ايجاد اختلال در جذب موثر آب توسط بذر از محيط حاوي نمك و اثرات سمي يونهاي سديم و كلر تحت تأثير قرار ميدهد (Khajeh-Hosseini et al., 2003). شـوري با کاهش پتانسیل اسمزي باعـث خشکی فیزیولوژیکی شده، از طرفی دیگر اثر سمیت یـونهـاي سدیم و کلر باعث تخریب غشاي پلاسمایی، ساختار پروتئینها، آنزیمها، اختلال در فتوسنتز و عدم تعـادل یـونی شده و در نهایت باعث کاهش رشد در گیاه میشود (Zou et al., 2013). تحقیقات نشان داد كه تنش شوری در مرحله جوانهزنی موجب تاخیر در جوانهزنی، كاهش درصد جوانهزنی، رشد ساقهچه و ریشهچه شد (Saadat et al., 2023a; Saadat et al., 2023b). گزارش شده است که کاهش فعالیت آنزیمهاي آنتیاکسیدانت تحت تنش به علت افزایش رادیکالهاي آزاد میباشد (Ansari and Sharifzadeh, 2012).
پیشتیمار بذر بهعنوان یکی از روشهاي مقاومسازي بـذور، بهبود رشـد گیاهچـههـا در مرحلـه جوانهزنی در برابر تنش شوري مطـرح اسـت (Chen and Arora, 2013) و موجب بازسازي و تجمع اسيدهاي نوكلئيك، سنتز پروتئينها و بازسازي غشاها میشود (Copeland and McDonald, 2012). پیشتیمار بذر در شرایط تنش با افزایش سطح فعالیت آنزیمهای آنتیاكسیدانت و كاهش تخریب غشاهای سلولی یک تکنیک موثر برای بهبود شرایط جوانهزنی و تحمل تنش است (Khan et al., 2009). پیشتیمار بذر باعث افزایش درصد و سرعت جوانهزنی، ميانگين شاخصهاي جوانهزني بذر و بهبود رشد و نمو گیاه شده و اثرات سوء ناشي از تنش شوري را تا حدود زيادي رفع میکند (Abdoli, 2020; Saadat et al., 2023a; Saadat et al., 2023b; Tania et al., 2020). نتایج تحقیقات نشان دادکه افزایش شوری طول ریشهچه و ساقهچه و وزن خشک ریشهچه و ساقهچه کاهش داد، ولی پیشتیمار این صفات را بهبود بخشید (Saadat et al., 2023a; Saadat et al., 2023b; Saadat et al., 2020). پـرایم بـا محلـول اوره بالاترین عملکرد و پروتئین دانه را در باقلا نشان داد که خود مـیتوانـد ناشـی از فعـال شـدن آنـزیمهاي متابولیسم ساکارز و تسـریع رشـد اولیـه گیـاه باشـد (Zanoosh et al., 2014).
كاربرد اوره بهعنوان محلول اسموپرايمينگ براي بذر ذرت تأثيرات مثبتي به همراه داشته است (Kafi et al., 2004). مقایسه میانگین مربوط بـه فعالیـت آنزیمهای آنتیاکسیدانت نشان داد که در شرایط تنش شوری فعالیت آنزیمها افـزایش پیدا میکند و پیشتیمار نیـز سـبب افزایش فعالیت آنزیمها در شرایط تنش شد (Farhoudi, 2018).
هدف از انجام اين پژوهش، بررسي پیشتیمار با غلظتهای مختلف اوره تحت تنش شوری بر شاخصهاي جوانهزني و فعاليت آنزيمهاي آنتی اکسیدانت، آنزیم آمیلاز و پروتئین در گياهچه ذرت با هدف كاهش اثرات سوء شوری بود.
مواد و روش ها
بهمنظور بررسی اثر پیشتیمار با غلظتهای مختلف اوره روی خصوصیات فیزولوژیکی و بیوشیمایی ذرت تحت تنش شوری، آزمایشی بهصورت فاکتوریل در قالب طرح کاملا تصادفی در سه تکرار در دانشگاه محقق اردبیلی در 1401 اجرا گردید. تیمارها شامل سه سطح مختلف شوری با غلظتهای (صفر، 100 و ۲۰۰ میلیمولار) و سطوح مختلف محلول اوره با غلظتهای (صفر، 5/1 و ۳ درصد) بود. ابتدا بذرها درون محلولهای نیتروژنی و آب مقطر بهمدت 16 ساعت غوطهور شدند. بعد از پرایمینگ، بذرها بهوسیله آب مقطر شستشو شدند و در دمای آزمایشگاه خشک گردیدند. پس از اعمال پرایمینگ، آزمون جوانهزنی در 3 تکرار 25 بذری درون هر پتری در دمای 25 درجهی سانتیگراد بهمدت هشت روز انجام گرفت (ISTA, 2017). شمارش بذرها یک روز پس از انتقال به محیطهای کشت و تا ثابت شدن جوانهزنی ادامه داشت (Soltani et al., 2001). جهت ایجاد تنش شوری به هر پتری به میزان 5 میلیلیتر محلول شوری اضافه شد. برای خشک کردن وزن تر ریشهچه و ساقهچه، نمونهها در آون با دمای 72 درجهی سانتیگراد قرار گرفتند.
جهت استخراج عصاره آنزیمی، 5/0 گرم نمونه از هر تیمار توزین و در داخلی هاون چینی (که از قبل در یخچال نگهداری شده بود) با استفاده از نیتروژن مایع هموژن گردید و پس از آن 5 میلیلیتر از بافر فسفات سرد (7pH=) حاوی 5/0 میلیمولارEDTA به هاون اضافه شد. سپس، هموژنها به اپندورفهای 2 میلیمتری منتقل شدند و در rpm 15000 با دمای 4 درجهی سانتیگراد به مدت 15 دقیقه سانتریفوژ شدند. سوپرناتانت حاصل به سه قسمت تقسیم شد تا از اثر مضر انجماد و ذوب متوالی نمونهها پیشگیری شود و سپس، تا زمان اندازهگیری آنزیمهای آنتیاکسیدانت در دمای 20- درجهی سانتیگراد نگهداری شد (Sairam et al., 2002). صفت يكنواختي جوانهزني و سرعت جوانهزني با استفاده از برنامه Germinمحاسبه شد (Soltani et al., 2001). اين برنامه براي محاسبه سرعت و يكنواختي جوانهزني، ابتدا منحني جوانهزني تجمعي هر تكرار در مقابل زمان (بر
حسب ساعت) رسم، و سپس با استفاده از روش درونيابي خطي مدت زمان از كاشت تا زماني كه ١٠ درصد و ٩٠ درصد جوانهزني اتفاق بيفتد محاسبه ميشود. اين زمانها بهترتيب بهصورت D10 تا D90 نشان داده ميشود. سرعت جوانهزني D50 معادل عكس زمان رسيدن به ٥٠ درصد جوانهزني است، و يكنواختي جوانهزني يعني تفاضل زمان رسيدن از ١٠ درصد حداكثر جوانهزني به ٩٠ درصد حداكثر جوانهزني (D90-D10). هرچه عدد يكنواختي جوانهزني كمتر باشد، يكنواختي بيشتر است (Soltani et al., 2001).
طول ریشهچه و ساقهچه: توسط خطکش مدرج بر حسب سانتیمتر و با دقت میلیمتر اندازهگیري شد.
وزن تر و خشک ریشهچه و ساقهچه: بر روي ترازوي دیجیتالی و با دقت یک هزارم اندازهگیري شد.
درصد جوانهزنی: درصد جوانهزنی از فرمول زیر محاسبه شد (Chaoui and Ferjani, 2005).
GP = (N×100) / M
:N تعداد بذر جوانهزده، :Mتعداد کل بذور
میانگین مدت جوانهزنی: متوسط زمان جوانهزنی بر اساس روش الیس و رابرتز (Omidi et al., 2014) محاسبه شد.
MGT = Σ (Ni) / ΣN
N: تعداد دفعات شمارش، Ni: تعداد بذر جوانه زده در روزD
GU = D95 – D50
سنجش فعالیت آنزیم کاتالاز(CAD): فعالیت آنزیم کاتالاز براساس روش ابی (Aebi, 1984) اندازهگیری گردید. کمپلکس واکنش، شامل 5/0 میلیلیتر پراکسید هیدروژن 5/7 میلیمولار، 5/1 میلیلیتر بافر فسفات پتاسیم 100 میلیمولار (7pH=) و 50 میکرولیتر عصاره آنزیمی بود که حجم نمونهها با اضافه کردن آب مقطر به 3 میلیلیتر رسانده شد. با افزودن پراکسید هیدروژن واکنش آغاز گردید و کاهش در جذب نمونهها در طول موج 240 نانومتر در مدت یک دقیقه ثبت گردید. محلول جذب زمینه (blank) شامل تمام موارد استفاده شده به جز عصاره آنزیمی استخراج شده بود. فعالیت ویژه آنزیم براساس میکرومول پراکسید هیدروژن تجزیه شده در دقیقه بر میلیگرم پروتئین بیان گردید.
سنجش فعالیت آنزیم پراکسیداز(POX): سنجش فعالیت آنزیم POX طبق روش مکآدام و همکاران(Macadam et al., 1992) انجام شد. در این روش450 میکرولیتر محلول پراکسید هیدروژن و 450 میکرولیتر محلول گایاکول در دمای پایین (ظرف حاوی یخ) با هم مخلوط گردید و به آن 100 میکرولیتر عصارهی آنزیمی اضافه شد و تغییرات جذب در طول موج 470 نانومتر با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر دنبال شد. در محلول بلانک به جای عصاره آنزیمی، 100 میکرولیتر از بافر فسفات (7pH=) استفاده شد. فعالیت آنزیمی با استفاده از قانون لامبرت- بیر و ضریب خاموشی محصول واکنش گایاکول پراکسیداز (µM-1c-1m 3/13) محاسبه شد. فعالیت آنزیم در نهایت بر حسب Unit mg protein-1 min بیان گردید.
فعالیت آنزیم پراکسیداز POD/min ̸̸̸̸ 13/3 = (Unit. mg-1)
سنجش فعالیت آنزیم سوپراکسیداز دیسمیوتاز (SOD): سنجش آنزیم ذکر شده به روش جیانوپلیتیس و ریز (Giannopolitis and Ries, 1977) انجام گردید. اساس سنجش فعالیت آنزیم سوپراکسیددیسمیوتاز مهار واکنش رادیکال سوپراکسید با نیتروبلوتترازولیوم و ممانعت از تشکیل سوپراکسیدنیتروبلوتترازولیوم توسط آنزیم مذکور است. نمونه بلانک به مدت 15 دقیقه در تاریکی قرار گرفت و نمونه های شاهد و عصاره آنزیمی در محفظه نوری با دو لامپ فلورسنت W20 به مدت 15 دقیقه و 100 دور در دقیقه برروی شیکر گذاشته شد. سپس، جذب در طول موج 560 نانومتر ثبت شد. تفاوت بین جذب هر عصاره در مدت زمان روشنایی 15 دقیقه و جذب عصاره آنزیمی در همان مدت زمان روشنایی در واقع نشان دهنده باز داشتن واکنش خود به خودی و تشکیل فورمازان توسط SOD است.
100-[OD control- OD] / OD control ×100/50 = (Unit. mg-1)
سنجش فعالیت آلفا آمیلاز: چهار روز پس از جوانهزنی و مطـابق روش دومـان و همکـاران (Doman et al., 1982) مشخص شد. بذرها در بافر فسفات 60 میلیمولار (8/6pH= ) هموژنیزه شدند و سـپس بـا سـانتریفوژ g 12000 و بـه مدت 15دقیقه فیلتر شدند. فعالیت آنزیم در محیط واکنش که حاوي 60 میلی مـولار بـافر فسـفات(8/6pH= )، 400 میکروگرم بر میلیلیتر کلسیم کلراید و500 میکروگرم بر میلیلیتر نشاسته بـود، مشـخص شـد. عصـاره آنـزیم (یـک میلیلیتر) پس از20 دقیقه انکوباسیون در حمام آب گرم به محیط آزمایش اضافه شد. فعالیـت آنـزیم آلفـا آمـیلاز بـا استفاده از نشاسته و با طول موج 62 نانومتر به صورت میکروگرم نشاسته و گرم بر دقیقه مواد تازه مشخص شد.
اندازهگیری میزان پروتئین به روش کجلدال: اندازهگیری میزان پروتئین در نمونه گیاهی پودر شده به روش کجلدال انجام گرفت. با استفاده از رابطه زیر درصد نیتروژن کل محاسبه گردید.%TN = T- B/S × N × 14/1000 × 100
در این رابطه TN درصد نیتروژن کل- T میلیلیتر اسید مصرفی نمونه برای تیتراسیون نمونه- B اسید مصرفی شاهد- S وزن نمونه (گرم) و N نرمالیته اسید سولفوریک (5%) است.
برای برآورد میزان پروتئین موجود در نمونه، عدد حاصل از اندازهگیری نیتروژن به روش کجلدال به ضریب 25/6 ضرب شد تا پروتئین کل نمونه به دست آید. سپس، عدد حاصل بر حسب میلیگرم برگرم وزن نمونه بذری محاسبه و گزارش گردید.
%Protein = %TN × 6.25
تجزیه واریانس با استفاده از نرم افزار SAS9.1 انجام گردید. میانگینها براساس آزمون دانکن در سطح احتمال 5 درصد مقایسه گردید.
بحث و نتایج
درصد جوانهزنی: جدول تجزیه واریانس نشان داد که اثر ساده اوره و شوری و اثر متقابل آنها روی درصد جوانهزنی در سطح احتمال یک درصد معنیدار بود (جدول 1). بیشترین درصد جوانهزنی (3/99 درصد) در پیشتیمار با اوره 3 درصد و بدون شوری کمترین آن (40 درصد) در شاهد (آب مقطر) و شوری 200 میلیمولار مشاهده گردید (جدول4).
سرعت جوانهزنی: در این تحقیق، اثر ساده اوره و شوری روی سرعت جوانهزنی در سطح احتمال یک درصد معنیدار بود (جدول 1). بیشترین سرعت جوانهزنی (2274/0 بذر در روز) در پیشتیمار با اوره 3 درصد و كـمتـرين آن در شاهد (آب مقطر) (1497/0 بذر در روز) ) حاصل گردید. و این صفت با تشدید شوری کاهش یافت. به طوری که بیشترین سرعت جوانهزنی در شاهد (بدون شوری) (1988/0) و کمترین آن در شوری200 میلیمولار (1722/0) بود (جدول3).
میانگین مدت جوانهزنی: جدول تجزیه واریانس نشان داد که اثر ساده اوره و شوری و اثر متقابل آنها روی میانگین مدت جوانهزنی در سطح احتمال یک درصد معنیدار بود (جدول 1). بیشترین میانگین مدت جوانهزنی (02526/0روز) در شاهد (آب مقطر) و شوری 200 میلیمولار کمترین آن (01007/0روز) در پیشتیمار با اوره 3 درصد و بدون شوری مشاهده گردید (جدول4).
یکنواختی جوانهزنی: طبق جدول تجزیه واریانس تنها اثر متقابل اوره و شوری روی یکنواختی جوانهزنی در سطح احتمال یک درصد معنیدار بود (جدول 1). بیشترین یکنواختی جوانهزنی (68/1) در در پیشتیمار با اوره 3 درصد و شوری 100میلیمولار کمترین آن (003/1) در شاهد (آب مقطر) و شوری 200 میلیمولار مشاهده گردید (جدول4).
طول ریشهچه و ساقهچه: جدول تجزیه واریانس نشان داد که اثر ساده اوره و شوری و اثر متقابل آنها روی طول ریشهچه و ساقهچه در سطح احتمال یک درصد معنیدار بود (جدول 1). بیشترین طول ریشهچه (35/7 گرم) و ساقهچه (53/3 گرم) در پیشتیمار با اوره 3 درصد و بدون شوری و کمترین طول ریشهچه (79/0 گرم) و ساقهچه (29/0گرم) در شاهد (آب مقطر) و شوری 200 میلیمولار مشاهده گردید (جدول4).
وزن تر و خشک ریشهچه و ساقهچه: طبق جدول تجزیه واریانس اثر ساده اوره و شوری و اثر متقابل آنها روی وزن تر و خشک ریشهچه و ساقهچه در سطح احتمال یک درصد معنیدار بود (جدول 1). بیشترین وزن تر و خشک ریشهچه و ساقهچه (به ترتیب 7733/0، 7033/0، 2367/0 و 1877/0 گرم) در پیشتیمار با اوره 3 درصد و بدون شوری کمترین آنها به ترتیب (0667/0، 0970/0، 0133/0 و 0377/0 گرم) در شاهد (آب مقطر) و شوری 200 میلیمولار مشاهده گردید (جدول4).
آنزیمهای کاتالاز و پراکسیداز: : در این تحقیق، اثر ساده اوره و شوری روی آنزیمهای کاتالاز و پراکسیداز در سطح احتمال یک درصد معنیدار بود (جدول 2). بیشترین فعالیت آنزیمهای کاتالاز (units mg-1 protein 576/0) و پراکسیداز (units mg-1 protein 401/1) در پیشتیمار با اوره 3 درصد و كـمتـرين آنها به ترتیب (units mg-1 protein 925/0 و 386/0) در شاهد (آب مقطر) حاصل گردید. و این صفت با تشدید شوری افزایش یافت. به طوری که بیشترین کاتالاز (units mg-1 protein 536/0) و پراکسیداز (units mg-1 protein 553/1) در شوری200 میلیمولار و کمترین آنها به ترتیب (units mg-1 protein 753/0 و 421/0) در شاهد (بدون شوری) مشاهده گردید (جدول3).
آنزیم سوپراکسیددیسمیوتاز: جدول تجزیه واریانس نشان داد که اثر ساده اوره و شوری و اثر متقابل آنها روی آنزیم سوپراکسیددیسمیوتاز در سطح احتمال یک درصد معنیدار بود (جدول 2). بیشترین فعالیت سوپراکسیددیسمیوتاز (units mg-1 protein 78) در پیشتیمار با اوره 3 درصد و شوری 200 میلیمولار کمترین آن (units mg-1 protein 30) در شاهد (آب مقطر) و بدون شوری مشاهده گردید (جدول4).
آنزیم آمیلاز: در این تحقیق، اثر ساده اوره و شوری و اثر متقابل آنها روی آنزیم آمیلاز در سطح احتمال یک درصد معنیدار بود (جدول 2).بیشترین آمیلاز (mg/g.min 180) در پیشتیمار با اوره 3 درصد و بدون شوری و کمترین آن (mg/g.min 3/49) در شاهد (آب مقطر) و شوری 200 میلیمولار مشاهده گردید (جدول4).
پروتئین: جدول تجزیه واریانس نشان داد که اثر ساده اوره و شوری و اثر متقابل آنها روی پروتئین در سطح احتمال یک درصد معنیدار بود (جدول 2). بیشترین سرعت جوانهزنی (1333/1 میلیگرم بر گرم) در پیشتیمار با اوره 3 درصد و بدون شوری کمترین آن (3433/0 میلیگرم بر گرم) در شاهد (آب مقطر) و شوری 200 میلیمولار مشاهده گردید (جدول4).
|
|
|
|
| میانگین مربعات |
|
|
|
|
|
|
منابع تغییر | درجه آزادی | درصد جوانهزنی | سرعت جوانهزنی | میانگین مدت جوانهزنی | یکنواختی جوانهزنی | طول ریشهچه | طول ساقهچه | وزن تر ریشهچه | وزن تر ساقهچه | وزن خشک ریشهچه | وزن خشک ساقهچه |
اوره | 2 | **925/2172 | **013886/0 | **096/12 | 0091/0ns | **697/8 | **630/1 | **14487/0 | **1496/0 | **014674/0 | **010473/0 |
شوری | 2 | **259/2506 | **001594/0 | **647/1 | 0668/0ns | **512/40 | **229/10 | **41522/0 | **3292/0 | **039228/0 | **020837/0 |
اوره * شوری | 4 | **981/75 | 000032/0ns | **165/0 | **2011/0 | **303/1 | **671/0 | **02539/0 | **0214/0 | **002714/0 | **001083/0 |
اشتباه آزمایشی | 16 | 759/8 | 000017/0 | 015/0 | 0234/0 | 049/0 | 020/0 | 00032/0 | 0016/0 | 000085/0 | 000034/0 |
ضریب تغییر (%) |
| 052/4 | 251/2 | 209/2 | 251/2 | 075/7 | 659/9 | 131/6 | 510/12 | 883/10 | 2225/6 |
جدول1. تجزیه واریانس اثر پرایمینگ اوره و شوری بر روی ویژگیهای فیزیولوژیکی گیاهچه ذرت
ns و ** به ترتیب غیر معنیدار و معنیدار در سطح احتمال 01/0
جدول2. تجزیه واریانس اثر پرایمینگ اوره و شوری بر روی ویژگیهای بیوشیمیایی گیاهچه ذرت
|
|
| میانگین مربعات |
|
|
|
منابع تغییر | درجه آزادی | کاتالاز | پراکسیداز | سوپراکسیددیسمیوتاز | آمیلاز | پروتئین |
اوره | 2 | **079748/0 | **5094/0 | **5/900 | **1/10411 | **3463/0 |
شوری | 2 | **028945/0 | **4456/0 | **2/1134 | **0/6889 | **4034/0 |
اوره * شوری | 4 | 000377/0 ns | 0135/0 ns | **5/113 | **1/264 | **0987/0 |
اشتباه آزمایشی | 16 | 000379/0 | 0067/0 | 4/8 | 8/47 | 0229/0 |
ضریب تغییر (%) |
| 064/4 | 011/7 | 08/6 | 4/6 | 2225/6 |
ns و ** به ترتیب غیر معنیدار و معنیدار در سطح احتمال 01/0
جدول 3. مقایسه میانگین اثر ساده شوری و اوره بر روی صفات فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی گیاهچه ذرت
شوری | سرعت جوانهزنی (بذ در روز) | کاتالاز (واحد میلیگرم بر پروتئین) | پراکسیداز (واحد میلیگرم بر پروتئین) | اوره
| سرعت جوانهزنی (بذ در روز) | کاتالاز (واحد میلیگرم بر پروتئین) | پراکسیداز (واحد میلی گرم بر پروتئین) |
شاهد | c 149/0 | 421/0 c | 753/0 c | 0 | a 199/0 | 386/0 a | 925/0 c |
100 | b 178/0 | 482/0 b | 197/1 b | 5/1 | b 185/0 | 477/0 b | 177/1 b |
200 | a 227/0 | a 536/0 | 553/1 a | 3 | c 172/0 | 576/0 a | 401/1 a |
حروف متفاوت در هر ستون نشاندهنده تفاوت معنیدار در سطح احتمال یک درصد است.
جدول4. مقایسه میانگین اثر متقابل اوره و شوری بر روی صفات فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی گیاهچه ذرت
اثر متقابل | درصد جوانهزنی (درصد) | میانگین مدت جوانهزنی (روز) | یکنواختی جوانهزنی | طول ریشهچه (میلیمتر) | طول ساقهچه (میلیمتر) | وزن تر ریشهچه (گرم) | وزن تر ریشهچه (گرم) | وزن خشک ریشهچه (گرم) | وزن خشک ساقهچه (گرم) | سوپراکسیددیسمیوتاز (واحد میلیگرم بر پروتئین) | آمیلاز (mg/g. min) | پروتئین (میلیگرم بر گرم) |
اوره 0% و بدون شوری | c 3/73 | 0137/0 d | 553/1 ab | 12/4 c | 60/1 c | 377/0 c | 288/0 d | 1000/0 c | 089/0 d | 0/30 f | 3/95 de | 351/0 e |
اوره 0% و شوری 100 میلیمولار | d 3/63 | 0158/0 c | 447/1 abc | 13/2 f | 11/1 d | 135/0 e | 187/0 fg | 0483/0 de | 051/0 f | 3/37 e | 0/74f | 620/0 cde |
اوره 0% و شوری 200 میلیمولار | f0/40 | 0253/0 a | 003/1 d | 79/0 h | 29/0 f | 067/0 g | 097/0 g | 0133/0 f | 038/0 g | 3/46 cd | 3/49 g | 343/0 e |
اوره 5/1% و بدون شوری | b 33/88 | 0113/0 ef | 473/1 abc | 73/4 b | 67/2 b | 427/0 b | 593/0 b | 1267/0 b | 159/0 b | 3/38 e | 0/133b | 913/0 ab |
اوره 5/1% و شوری 100 میلیمولار | c 6/76 | 0131/0 de | 303/1 bc | 53/2 e | 47/1 c | 223/0 d | 280/0 d | 0633/0 d | 080/0 de | 49/0 cd | 7/112 c | 677/0 bcd |
اوره 5/1% و شوری 200 میلیمولار | e 6/46 | 0215/0 b | 380/1 bc | 12/1 h | 56/0 e | 100/0 f | 127/0 fg | 0187/0 f | 040/0 g | 0/55 b | 7/89 e | 369/0 e |
اوره 3% و بدون شوری | a3/99 | 0101/0 f | 233/1 cd | 35/7 a | 53/3 a | 773/0 a | 703/0 a | 2367/0 a | 188/0 a | 3/44 d | 0/180 a | 133/1 a |
اوره 3% و شوری 100 میلیمولار | b 6/92 | 0108/0 f | 680/1 a | 63/3 d | 39/1 c | 393/0 c | 417/0 c | 1167/0 b | 121/0 c | 3/51 bc | 7/138 b | 867/0 abc |
اوره 3% و شوری 200 میلیمولار | c0/77 | 0130/0 ed | 520/1 abc | 70/1 g | 59/0 e | 140/0 e | 223/0 de | 0377/0 e | 074/0 e | 0/78 a | 3/103 cd | 517/0 ed |
حروف متفاوت در هر ستون نشاندهنده تفاوت معنیدار در سطح احتمال یک درصد است
شوری جذب آب توسط بذر و تغییرات متابولیکی را کاهش داده که این باعث کاهش یا افزایش فعالیت برخی آنزیمها و اختلال در انتقال مواد غذایی به بافتهای در حال توسعه شده و جوانهزنی را کاهش میدهد (Ashraf and Foolad., 2005). در این پزوهش، هم شوری درصد جوانهزنی، سرعت جوانهزنی و یکنواختی جوانهزنی را کاهش داد. در حالی که پیشتیمار با اوره این صفات را بهبود بخشید که با نتایج تحقیقات دیگر مطابقت داشت (Bakht et al., 2011; Shinde et al., 2018). شوری به دلیل افزایش املاح و تنش ثانویه خشکی و سمیت یونها جوانهزنی را کاهش میدهد (Al-Taisan, 2010). بررسی تاثیر تنش شوری بر جوانهزنی ذرت نشان داد تنش شوری سبب اختلال در تعادل میان غلظت درونی اسید جیرلیک و اسید آبسزیک در گیاهچه ذرت شد كه منجر به كاهش فعالیت آنزیم آلفا آمیلاز و كاهش درصد و سرعت جوانهزنی بذر ذرت گردید ولی پیشتیمار جوانهزنی را بهبود بخشید زیرا بذرهای پرایم شده میزان خسارت غشای سلولی را كاهش و فعالیت آنزیم آلفا آمیلاز و متابولیسم قندهای ذخیرهای را افزایش داد (Farhoudi and Leen, 2014). کاهش درصد جوانهزنی تحت تنش شوری به دلیل افزایش گونههای فعال اکسیژن تولیدی در شرایط تنش میتواند باشد که باعث تخریب پروتئینهای بذر، کاهش سرعت فعالیتهای متابولیکی مرتبط با جوانهزنی میشود (Caruso et al., 2009). علت افزایش درصد جوانهزنی در پیشتیمار میتواند بهخاطر افزایش آنزیمهای آنتیاکسيدانت در بذر باشد که این آنزیمها فعاليت پراکسيداسيون ليپيد را در طی جوانهزنی کاهش میدهند (Hus and Sung, 1997). افزایش سرعت جوانهزنی در نتیجه اعمال پیشتیمار میتواند به علت توسعه و بهبود مکانیسم ترمیمی و افزایش فعالیت آنزیمهای هیدرولیزکننده و همچنین سنتز پروتئین برای جوانهزنی باشد (Farooq et al., 2006; Bahmani et al., 2016). در واقع، پیشتیمار باعث افزایش میزان سنتز اسیدهای نوکلئیک، پروتئین، افزایش فعالیت آنزیمهای تجزیهکننده مربوط به جوانهزنی مانند مانند آلفا-آمیلاز و افزایش سنتزDNA ،RNA و تحرك هر چه بیشتر مواد ذخیرهایی در بذر میشود که به همین دلیل درصد و سرعت جوانهزنی و استقرار گیاهچه افزایش مییابد (Mansouri and Omidi, 2018; Afzal et al., 2004). گزارشهايي وجود دارد كه نشان ميدهد پيشتيمار بذرها، اجازه رونويسي زودهنگام DNA، افزايش RNAو پروتئين سنتتاز را به بذور داده و موجب افزايش رشد رويان ميشود، بخشهاي آسيب ديده بذور را ترميم ميكند و سنتز متابوليتها را كاهش ميدهد. اين عوامل ميتواند ميزان و يكنواختي جوانهزنی بذرها و ظهور گياهچهها را بهبود بخشد (Omidi et al., 2005). در این تحقیق پیشتیمار با اوره میانگین مدت جوانهزنی را کاهش داد، علت آن بخاطر شکسته شده بخشی از پروتئينها و کربوهيدراتها در اثر آنزیمها و واکنشهای هيدروليزکننده طی پیشتیمار (Barsa et al., 2003) و کاهش مدت زمان لازم جهت جذب آب که این عمل موجب تسریع جوانهزنی و کوتاه شدن مدت زمان لازم برای خروج ریشهچه میشود باشد (Netondo et al., 2004) همچنین دلیل آن وجود سطوح بالای تنش بوده که باعث تولید گونههای فعال اکسیژن و افزایش نشت یونی میشود. پیشتیمار میانگین مدت جوانهزنی با فعال نموده آنزیمهای آنتیاکسیدانت از جمله کاتالاز، پراکسیداز و سوپراکسید دیسمیوتاز که باعث کاهش رادیکالهای آزاد میشوند، کاهش میدهد (Mittler., 2002). در این تحقیق طول ریشهچه و ساقهچه و وزن تر و خشک ریشهچه و ساقهچه با افزایش شوری کاهش یافتند ولی پیشتیمار با اوره آنها را بهبود بخشید، که با نتایج تحقیقات دیگر همخوانی دارد (Hasani et al., 2021; Saadat et al., 2023a; Saadat et al., 2023b; Saadat et al., 2020; Goraghani et al., 2017 ). تحت تاثیر تنش شوری تقسیم سلولی و رشد سلولها كاهش یافته و منجر به كاهش ریشهچه و ساقهچه و وزن خشک میشود (Qasim et al., 2012; Parihar et al., 2015). همچنین، کاهش در طول ریشهچه را میتوان به کاهش درصد و سرعت جوانهزنی تحت تنش شوری دانست. افزایش طول ریشهچه و ساقهچه در نتیجه پیشتیمار بذر را میتوان به قدرت بالای بذر و سرعت جوانهزنی بالا نسبت داد. بذرهای پرایم شده سرعت جوانهزنی بالاتری دارند این امر موجب شد تا در یک زمان معین، سریع جوانه زده و مادۀ خشک بیشتری نسبت به بذرهای شاهد تولید کنند (Shekari et al., 2009). در واقع، یکی از دلایل تاثیر مثبت پیشتیمار بذر بر رشد گیاهچه در شرایط تنش، افزایش فعالیت آنزیمهای آنتیاكسیدانت و بهبود عملکرد سلولها تحت تاثیر حذف رادیکالهای آزاد اكسیژن است (Islam et al., 2015) كه با نتایج این تحقیق همخوانی دارد. افزايش وزن خشک گیاهچه در تیمار با پرایمینگ میتواند به خاطر افزايش متابولیسم بذر از طريق فعال شدن آنزيمها و متابولیتهاي مورد نیاز در زمان جوانهزنی باشد. در بذور پرايم شده تغییرات متابولیکی و بیوشیمیايی به نفع جوانهزنی تحقق میيابد. پیشتیمار بذر باعث بهبود وزن تر و خشک گیاهچه میگردد. زيرا، پیشتیمار، علاوه بر اثر مثبت بر افزايش جوانهزنی بذر، به گیاهچههاي در حال رشد زمان بیشتري براي رشد و نمو میدهد .(Matsushima and Sakagami, 2013) به نظر ميرسد توليد راديكالهاي واكنشگر اكسيژن و فعاليـت آنهـا در گيـاه عامـل ايجاد قسمتي از آسيبهاي ناشي از تنش شوري ميباشـد. پاكسـازي سيتوسل از راديكالهاي مخرب اكسيژن بـا افـزايش سـنتز و فعاليـت آنزيمهاي آنتياكسيدانت انجام ميشود. آنزیمهاي آنتـیاکسـیدانت سریعترین واحدهاي مقابله کننده در برابر حملـه اکسـیژنهـاي فعال به شمار میآید (Bor et al., 2003). در این تحقیق، بیشترین فعالیت آنزیمهای کاتالاز و پراکسیداز و سوپراکسیددیسمیوتاز در پیشتیمار با اوره 3 درصد و شوری 200 میلیمولار و بیشترین فعالیت آمیلاز در پیشتیمار با اوره و بدون شوری مشاهده شد، که با تحقیقات دیگر مطابقت دارد (Saadat et al., 2023a; Saadat et al., 2023b; Saadat et al., 2020; Hassanzadeh Kohal Sofla, 2014).ذکاهش فعالیت آنزیمهاي آنتیاکسیدانت تحت تنش میتواند به علت افزایش رادیکالهاي آزاد میباشد (Ansari and Sharifzadeh, 2012). توليد بيشتر پراكـسيدهيـدروژن در اثـر تـنش باعـث پراكـسيداسيون ليپيدهاي غشاء سلولي و در نتيجه كاهش پايداري غشاء ميگردد كـه در نتيجه آن فعاليت برخی آنزيمها جهت تجزيه پراكـسيد هيـدروزن افزايش مييابد. دليل افزايش فعاليت آنزيمهاي آنتياكسيدانت تحت تنش شوری در اثر پرايمينگ، ميتواند به واسطه بهبود و تسريع ساخت DNA در بافتها جنيني در طي دوره پرايمينگ باشد (Gholamalipoor, 2010). افزایش فعالیت آنزیم آلفا آمیلاز باعث تسریع جوانهزنی میشود (Afzal et al., 2002). پیشتیمار از طریق افزایش فعالیت آنزیمهاي آمیلاز و تبدیل مواد اندوختهاي به مواد انتقـالی، موجـب افـزایش رشـد، جوانهزنی و در نهایت عملکرد گیاهان میشود (Kaur et al., 2005). در این، تحقیق پیشتیمار با اوره مقدار پروتئین را افزایش داد. ولی افزایش سطوح شوری آن را کاهش داد. طي تنش، اكسيژنهاي فعال و ساير آلدهيدهاي توليدشده بهدليل ميل تركيبي زياد با بيومولكولهاي حياتي نظير پروتئينها، سبب دناتوره شدن آنها شده و اين امر در نهايت شكستن پروتئينها توسط گونههاي فعال اكسيژن میشود (Kapoor et al., 2011). كاهش پروتئينهاي محلول بذر ميتواند به دليل افزايش آنزیمهای آنتیاکسیدانت از جمله فعاليت آنزيم سوپراكسيد ديسموتاز باشد (Kalpana and Rao, 1995). در واقع تغییر بیوشیمیایی و فیزیولوژیک مختلفی طی پرایمینگ از جمله سنتز ماکرومولکولها، افزایش قدرت جوانهزنی و انتقال مواد ذخیرهای، فعالسازی و بازسازی برخی از آنزیمها، سنتز DNAو RNA، تولید ATP و بهبود سیستم غشایی آسیب دیده رخ میدهد (McDonald, 1998; Sung and Chang, 1993).
نتیجهگیری
نتايج تحقيق نشان داد که اکثر صفات شاخصهای جوانهزنی و رشد در بذور تحت تنش نسبت به شاهد كاهش يافت و اعمال پرايمينگ موجب افزايش فعاليت آنزيمهای آنتی اکسیدانت، آميلاز و پروتئین در بذور تحت تنش گرديد. بهطور كلي با وجود اينكه هيدرو پرايمينگ و غلظت 5/1 درصد اوره توانست به بهبود شاخصهاي جوانهزني و رشد گياهچههاي تحت تنش كمك كند، اما تاثير پرايمينگ با غلظت 3 درصد بيشتر بود. در نهايت، پرايمينگ بذر با سطوح مختلف اوره ميتواند راهكاري مناسب براي تعديل اثر شوری باشد.
منایع
Abdoli, M. 2020. Effect of aging of seed and hydro-priming on germination characteristics and
activity of some antioxidant enzymes of hybrid corn (Zea mays L.). Seed Sci. Res. 7(2): 147-159
Acosta-Motos, J., Ortuño, M., Bernal-Vicente, A., Diaz-Vivancos, P., Sanchez-Blanco, M. and Hernandez, J. 2017. Plant responses to salt stress: adaptive mechanisms. Agronomy. 7(1): 1-38
Aebi, H. 1984. Catalase in vitro. Methods of Enzymology, 105: 121-126
Afzal, I., Aslam, N., Mahmood, F., Hameed, A., Irfan, S. and Ahmed, G. 2004. Enhancement of germination and emergence of canola seeds by different priming Techniques. Caderno de pesquisa Biol. 16(1): 19-34
Afzal, I., Basra, S. M. A., Ahmad, R., and Iqbal, A. 2002. Effect of different seed vigour
enhancement techniques on hybrid maize (Zea mays L.). Pak. J. Agric. Sci. 39: 109-112
Al-Taisan, W. A. 2010. Comparative effects of drought and salt stresses on germination and seedling growth of Pennisetum divisum (Gmel.) Henr. Am. J. Appl. Sci. 7 (5):640-646
Ansari, O. and Sharifzadeh, F. 2012. Osmo and hydropriming mediated germination improvement under cold stress conditions in mountain rye (Secale montanum). Cercetari Agron. Mold. 3: 53-62
Ashraf, M. and Foolad, M. R. 2005. Pre-sowing seed treatment a shotgun approach to improve germination growth and crop yield under saline and none-saline conditions. Adv. Agron. 88: 223-271
Bahmani, M., Rahimi, D., Sadeghipour, A. and Kartuly Nezhad, D. 2016. Effects of priming with different concentrations of potassium salt on seed germination and vigor indices of (Capparis cartilaginea). J. Ran. 10(2): 180-190
Bakht, J., Shafi, Y., Jamal, Y. and Sher, H. 2011. Response of maize (Zea mays L.) to seed priming with NaCl and salinity stress. Span. J. Agri. Res. 9(1): 252-261
Basra, S. M. A., Pannu, I. A. and Afzal, I. 2003. Evaluation of seedling vigour of hydro and matriprimed wheat (Triticum aestivum L.) seeds. Int. Agri. Biol. 5:121- 123
Bor, M., Ozdemir, F. and Turkan, I. 2003. The effect of salt stress on lipid peroxidation and antioxidants in leaves of sugar beet Beta vulgaris L. and wild beet Beta maritima L. Plant Sci. 164: 77-84
Caruso, G., Cavaliere, C., Foglia, P., Gubbiotti, R., Samperi, R. and Lagana, A. 2009. Analysis of drought responsive proteins in wheat (Triticum durum) by 2D-PAGE and MALDI-TOF mass spectrometry. Plant Sci. 177: 570–576
Chaoui, A. and Ferjani, E. 2005. Effects of cadmium and copper on antioxidant
capacities, lignification and auxin degradiation in leaves of Pea (Pisium sativum L.) seedlings. Comptes Ren. Biol. 328: 23-31
Chen, K., Fessehaie, A. and Arora, R. 2012. Dehydrin metabolism is altered during seed osmopriming and subsequent germination under chilling and desiccation in Spinacia oleracea L. cv. Bloomsdale: possible role in stress tolerance. Plant Sci.183: 27-36
Copeland, L.O. and Mcdonald, M. B. 2012. Principles of seed sciences and technology. Second edition, Minneapolis: Burgess Publishing.
Duman, I. 2006. Effect of seed priming with PEG and K3PO4 on germination and seedling growth in lettuce. J. Biol. Sci. 9: 923-928
Farhoudi, R. 2018. Effect of seed halopriming on germination and seedling physiological
characteristics of wheat (Triticum aestivum) cultivars Niknijad and Qods under salt stress
condition. Iran. J. Seed Sci. Res. 5(1): 95-107
Farooq, M., Basra, S. M. A., Tabas sum, R. and Afzal, I. 2006. Enhancing the performance of direct seeded, fine rice by seed priming. Plant Prod. Sci. 9: 446-456
Gholamalipoor, R. 2010. Effect of seed priming on growth and salinity tolerance of Cucurbita pepo under salt stress. J. Agr. Plant Breed. 6(2): 42-53
Gholami, A., Shahsavani, S. and Nezarat, S. 2009. The Effect of plant growth promoting rhizobacteria (PGPR) on germination, seedling growth and yield of maize. Proceedings of Word Academy of Science. Eng. Technol. 37: 2070-3740
Giannopolitis, C. N. and Ries, S. K. 1977. Suoeroxide dismutase. I. Occurrence in higher plants. J. Plant Physiol. 59: 309-314
Hasani, Z., Amraie, N., Ahmadi, K. and Omidi, H. 2021. Effect of priming on seed germination and morpho-physiological traits of Portulacaoleracea L. under salinity stress. Iran. J. Seed Sci. Res. 8(3): 293-310
Hassanzadeh Kohal Sofla, S. 2014. Effect of seed priming on seedling growth and antioxidant
enzymes activates of sweet corn under salinity condition. Iran. J. Plant Ecophysiol, 33(1):21-28
Hus J. L. and Sung, J. M. 1997. Antioxidant role of glutathione associated with accelerated aging and hydration of triploid Watermelon seeds. Physiol. Plantarum. 100: 967-974
Islam, F., Yasmeen, T., Ali, S., Ali, B., Farooq, M. and Gill, R. 2015. Priming-induced antioxidative responses in two wheat cultivars under saline stress. Acta Physiol. Plantarum, 37: 153-163
Jahantigh, O., Najafi, F., Naghdi Badi, H., Khavari-Nejad, R. and Sanjarian, F. 2016. Changesn in antioxid ant enzymes activities and proline, total phenol and anthocyanine contents in Hyssopus officinalis L. plants. J. Acta Biol. Hungarica. 67 (2): 195–204
Kafi, M. 2002. Cumin production and processing technology. University of Mashhad Publication. P 200
Kalpana, R. and Rao, M. K. V. 1995. On the ageing mechanism in pigeon pea (Cajanus cajan (L.) Millsp.) Seeds. Seed Sci. Technol. 23: 1-9
Kapoor, N., Aria, A., Siddiqui, M. A., Kumar, H. and Amir, A. 2011. Physiological and biochemical changes during seed deterioration in aged seeds of rice (Oryza sativa L.). Ameri. J. Plant Physiol. 6: 28-35.
Kaur, S., Gupta, A. K. and kaur, N. 2005. Seed priming increase crop yield possibly by
modulating enzymes of sucrose metabolism in chickpea. J. Agron. Crop Sci. 191:81-87
Khajeh-Hosseini, M., Powell, A. A. and Bingham, I. J. 2003. The interaction between salinity stress and seed vigour during germination of soybean seeds. Seed Sci. Technol. 31: 715-725.
Khan, M. U., Shirazi, M. A., Khan, S. M. and Mujtaba E. 2009. Role of proline, K/Na ratio and chlorophyll content in salt tolerance of wheat (Triticum aestivum L.). Pak. J. Bot. 41(2): 633-638
MacAdam, J. W., Nelson, R. and Sharp, E. 1992. Peroxidase activity in the leaf elongation zone of tall fescue. Plant Physiol. 99: 872-878
MacDonald, M. B. 1999. Seed deterioration: physiology, repaired and assessment. Seed Sci. Technol. 27: 177-237
Mansouri, A. and Omidi, H. 2018. Effects of potassium nitrate on germination indices of green basil (Ocimum basilicum L.) under water deficit stress. J. Seed Res. 8(2):19-28
Matsushima, K. I. and Sakagami, J. I. 2013. Effects of seed hydropriming on germination and seedling vigor during emergence of rice under different soil moisture conditions. Am. J. Plant Sci. 4(8): 1584-1593
McDonald, M. B. 1998. Seed quality assessment. Seed Sci. Res. 8: 265-275
Mittler, R. 2002. Oxidative stress, antioxidants and stress tolerance. Trends Plant Sci. 7: 405-410
Nawaz, A., Amjad, M., Pervez, M. A. and Afzal, I. 2011. Effect of halopriming on germination and seedling vigor of tomato. African J. Agri. Res. 6: 3551-3559
Netondo, G.W., Onyango, J. and Beck E. 2004. Sorghum and Salinity: I. Response of growth, water relation, and ion accumulation to NaCl salinity. Crop Sci. 44:797-805
Omidi, H., Leyla, J. and Hasanali, N. 2014. Seeds of medicinal plants and crops. Natural Res. Environ.269-189
Omidi, H., Soroushzadeh, A., Salehi, A. and Ghezeli, F. 2005. Evaluation of priming pretreatments on germination rapeseed. Agri. Sci. Technol. 19(2): 1-10
Parihar, P., Singh, S., Singh, R., Singh, V. P. and Prasad, S. M. 2015. Effect of salinity stress on plants and its tolerance strategies: a review. Environ. Sci. Pollut. Res. 22(6): 4056-4075.
Qasim, M., Ashraf, M. M., Jamil, A. M., Rehman, Y. S. and Rha, E. S. 2012. Water relations and gas exchange properties in some elite canola (Brassica napus L.) lines under salt stress. An. Appli. Biol. 142: 307-316
Saadat, H., Sedghi, M., Seyed Sharifi, R. and Farzaneh, S. 2023a. Effect of chitosan on germination indices of common bean (Phaseolus vulgaris) (cv. Sedri) seeds under salt stress. Iranian J. Seed Res. 9(2): 10
Saadat, T., Alidoost, H. and Sedghi, M. 2021.The effect of priming and exhaustion on the germination of rice seed masses with different strength. J. Seed Res. 10(37):65-73
Saadat. H., Soltani, E. and Sedghi, M. 2023b. The effect of seed priming with chitosan on germination characteristics and activity of antioxidant enzymes in rice seedlings (Oryza Sativa L.) under salinity stress. Plant Pro. Fun. 12(54): 15
Saeedi Goraghani, H. R., Ranjbar Fordoei, A., Soleimani Sardo, M. and Mahdavi, M. J. 2017. Effect of salinity and drought stresses on germination stage and growth of black cumin (Bunium Persicum Boiss). Iran. J. Field Crops Res. 15(1): 1-7
Shekari, F., Baljani, R., Saba, J., Afsahi, K. and. Shekari, F. 2010. Effect of seed priming with salicylic acid on growth characterisics of borage (Borago officinalis) plants seedlings. J. New Agri. Sci. 6(18): 47-53
Shinde, S., Paralikar, P., Ingle, A. and Rai, M. 2018. Promotion of seed germination and seedling growth of Zea mays by magnesium hydroxide nanoparticles synthesized by the filtrate from Aspergillus niger. Arab. J. Chem. 13: 3172–3182
Soltani, A., Galeshi, S., Zeinali, E. and Latifi, N. 2001. Genetic variation for and interrelationships among seed vigor traits in wheat from the Caspian Sea voasts of Iran. Seed Sci. Technol. 29: 653-662
Sung, F. J. and Chang, Y. H. 1993. Biochemical activities associated with priming of sweet corn seeds to improve vigor. Seed Sci. Technol. 21: 97-105
Tania, S. S., Rhaman, M. S. and Hossain, M. M. 2020. Hydro-priming and halo-priming improve seed germination, yield and yield contributing characters of okra (Abelmoschusesculentus L.). Trop. Plant Res. 7: 86–93
Zanoosh, Z., Ansari, M. H. and Mostafavi Raad, M. 2014. The effect of chemical and biological priming on yield and yield components of fava plant (Vicia faba L.). J. Plant Environ. Physiol. 10 (40): 73-83.
Zorb, C., Geilfus, C., Mühling, K. and Ludwig-Müller, J. 2013. The influence of salt stress on ABA and auxin concentrations in two maize cultivars differing in salt resistance. J. Plant Physiol. 170: 220 – 224
The effect of pretreatment with different concentrations of urea on physiological and biochemical properties of maize (Zea mays L.) under Salinity Stress
Abstract
In order to investigate Effect of different concentrations of urea on physiological and biochemical properties of maize (Zea mays L.) under Salinity Stress a factorial experiment was conducted based on completely randomized design at the University of Mohaghegh Ardabili in 2021. The investigated factors were different levels of salinity (zero, 100 and 200 mM) and different levels of urea solution (zero, 1.5 and 3%). The results showed that salinity stress decreased Germination Percentage (GP), Germination Rate (GR), Germination uniformity (GU), Radicle and Pedicel Length (RL and PL) and Radicle Fresh and Dry Weight (RFW and RDW), But priming with urea improved these traits. The highest Medium Germination Time (MGT) was related at 200 mM salinity and control (distilled water). The activity of catalase and peroxidase enzymes increased with salinity intensification and the highest amount was observed at 200 mM salinity. Priming with 3% urea solution improved these enzymes. The superoxide dismutase enzyme activity in priming with 3% urea and 200 mM salinity compared to the control showed an increase about 61%. Amylase and protein in pretreatment with urea 3% and without salinity compared to the control showed an increase respectively about 73% and 70%. According to the observed results, seeds primed with 3% urea solution had the greatest effect on salinity stress in maize. According to the observed results, seeds primed with 3% urea solution had the greatest effect on salinity stress in maize.
Keywords: Antioxidant enzymes, Priming, Sodium chloride, Urea
