fluctuation of physiological characteristics and tolerance signals in parent's seeds and Seeds exposed to drought stress in cotton (Gossypium hirsutumL.) plant.

mohammad habibi ¹ ( Departemant Biology of Islamic Azad university of Gorgan,Iran. )
Mohammad Ali Rezaee ² ( گروه زیست‌شناسی، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد گرگان، گرگان، ایران )
Elham Faghani ³ ( گروه زراعت، موسسه تحقیقات پنبه، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، گرگان، ایران )
Mehr Ali Mahmood Janloo ⁴ ( گروه زیست‌شناسی، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد گرگان، گرگان، ایران )
Mohammad Hossein Razzaghi ⁵ ( گروه مهندسی کشاورزی، مرکز تحقیقات و آموزش کشاورزی و منابع طبیعی گلستان، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، گرگان، ایران )

Submited date : 2020-10-14 Accepted date : 2020-10-28

Keywords: "Drought stress", "Antioxidant enzymes", "Cotton", "Osmolytes", "Photosynthetic pigments", "Signaling",

Abstract :

Drought stress is a limiting factor in growth and production in more than 30% of the world's cultivated areas. One of the ways to deal with drought stress is to cultivate plants that are more resistant to this stress and cotton is one of these plants. There is little information about the physiological and biochemical properties of cotton under stress conditions and therefore this study was designed to identify the fluctuation of physiological characteristics and tolerance signals in mother seeds and seeds under drought stress in cotton plants. Experimental factorial, in the form of a randomized complete block design, in 5 seed treatments (including 4 levels of stressed seeds and non-stressed seeds) and stressed seeds at 4 levels of irrigation (rainfed, 33%, 66%) And 100% of the field capacity of the farm) was implemented. In this study, the seeds used were exposed to drought stress in 3 stages during different cropping seasons. The results showed that the effect of irrigation on yield and yield components was significant and the highest total yield was observed in 33% seeds under irrigation 33% of field capacity and the highest early maturity was observed in 66% irrigation. The results showed that severe drought and waterlogging reduce cotton yield and 33% seed after 3 years of exposure to moderate stress by stimulating physiological mechanisms and increasing the amount of osmolytes and antioxidant enzymes. And photosynthetic pigments became more adaptable to drought stress. The results of this study showed that the exposure of seeds to mild to moderate stress, strengthens the signaling pathways and increases the potential of seeds to tolerate drought stress, which can be considered by seed propagation centers.

Full-Text:



عنوان: نوسان ویژگی­های فیزیولوژیکی و سیگنال­های تحملی در بذور مادری و بذور در معرض خشکی قرارگرفته در گیاه پنبهGossypium hirsutumL)).

نویسندگان: محمد حبیبی1، محمدعلی رضایی1*، الهام فغانی2، مهرعلی محمود جانلو1، محمدحسین رزاقی3

1 گروه زیست­شناسی، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد گرگان، گرگان، ایران

2گروه زراعت، موسسه تحقیقات پنبه، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، گرگان، ایران

3 گروه مهندسی کشاورزی، مرکز تحقیقات و آموزش کشاورزی و منابع طبیعی گلستان، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، گرگان، ایران

مرتبه علمی نویسندگان:

1-محمد حبیبی: دانشجوی دکتری فیزیولوژی­گیاهی دانشگاه آزاد اسلامی واحد گرگان 2- محمدعلی رضایی*: استادیار گروه زیست­شناسی دانشگاه آزاد اسلامی واحد گرگان 3-الهام فغانی: استادیار گروه زراعت موسسه تحقیقات پنبه ایران

4- مهرعلی محمود جانلو: استادیار گروه زیست­شناسی دانشگاه آزاد اسلامی واحد گرگان 5- محمدحسین رزاقی: استادیار مرکز تحقیقات و آموزش کشاورزی و منابع طبیعی گلستان

نشانی نویسندگان:1-محمد حبیبی: گروه زیست­شناسی دانشگاه آزاد اسلامی واحد گرگان-01732521192- 09111794866_ [e-mail]

2-محمدعلی رضایی*: گروه زیست­شناسی دانشگاه آزاد اسلامی واحد گرگان-01732153000-09111690800- [e-mail]

3-الهام فغانی: گرگان- خیابان شهید بهشتی- موسسه تحقیقات پنبه کشور-01732227781-09113756517-  [e-mail]

4- مهرعلی محمودجانلو: گروه زیست­شناسی دانشگاه آزاد اسلامی واحد گرگان- 01732153000-09113517834- [e-mail]

5- محمدحسین رزاقی: گرگان- خیابان شهید بهشتی- مرکز تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی- بخش فنی و مهندسی-01732227781- [e-mail]

عنوان: نوسان ویژگی­های فیزیولوژیکی و سیگنال­های تحملی در بذور مادری و بذور در معرض خشکی قرارگرفته در گیاه پنبهGossypium hirsutumL)).

چکیده فارسی:

تنش خشکی، یک عامل محدود­کننده رشد و تولید در بیش از 30­درصد مناطق زیر کشت دنیا است. یکی از راه های مقابله با تنش خشکی، کشت گیاهانی است که نسبت به این تنش، مقاومت بیشتری را نشان می‌دهند و پنبه یکی از این گیاهان است. اطلاعات کمی در مورد خواص فیزیولوژیک و بیوشیمیایی پنبه در شرایط تنش وجود دارد و از­این­رو این پژوهش با هدف شناخت نوسان ویژگی­های فیزیولوژیکی و سیگنال­های تحملی در بذور مادری و بذور تحت تنش خشکی قرارگرفته در گیاه پنبه طراحی گردید. آزمایشی به صورت فاکتوریل، در قالب طرح بلوک کامل تصادفی، در 5 تیمار بذری(شامل4 سطح بذر تنش­یافته و بذرهای غیر­تنش­یافته) و بذور تنش­یافته در 4 سطح آبیاری (دیم، 33­درصد، 66­درصد و 100­درصد ظرفیت زراعی مزرعه)، اجرا شد. در این پژوهش، بذور استفاده شده، 3 مرحله در معرض تنش خشکی در طی فصول زراعی مختلف قرار گرفتند. نتایج به دست آمده نشان داد که اثر آبیاری بر عملکرد و اجزای عملکرد معنادار بوده و بیشترین عملکرد کل در بذور 33­درصد تحت تیمار آبی 33­درصد ظرفیت زراعی مزرعه و بیشترین زودرسی در تیمار آبی 66­درصد مشاهده شد. یافته ها نشان داد که تنش خشکی شدید و پرآبی باعث کاهش عملکرد پنبه می شوند و بذر 33­درصد بعد از 3 سال قرار­گرفتن در معرض تنش متوسط از طریق تحریک مکانیسم­های فیزیولوژیکی و افزایش مقدار اسمولیت­ها و آنزیم­های آنتی­اکسیدان و رنگیزه­های فتوسنتزی، سازگاری بیشتری در برابر تنش  خشکی کسب نمود. نتایج این تحقیق مشخص نمود که قرار­گرفتن بذور در معرض تنش خفیف تا متوسط، باعث تقویت مسیرهای سیگنالینگ و افزایش پتانسیل بذور برای تحمل در برابر تنش خشکی می­شود که این موضوع می­تواند مورد توجه مراکز تکثیر بذر قرار گیرد.

کلمات کلیدی:

آنزیم­های آنتی­اکسیدان، اسمولیت­ها، پنبه، تنش خشکی، رنگیزه­های فتوسنتزی، سیگنالینگ.

 

fluctuation of physiological characteristics and tolerance signals in parent's seeds and Seeds exposed to drought stress in cotton (Gossypium hirsutumL.) plant.

Mohammad Habibi1, Mohammad­Ali Rezaee1*, Elham Faghani2, MehrAli Mahmood Janloo1, Mohammad­Hossein Razzaghi3

1) Department of Biology, Faculty of Basic Sciences, Gorgan Branch, Islamic Azad University, Gorgan, Iran.

2) Assistant Professor, Agronomy Department, Cotton Research Institute, Agricultural Research, Education and Extension Organization (AREEO), Gorgan, Iran.

3)Agricultural Engineering Department, Golestan Agriculture and Natural Resources Research and Education Center, Agricultural Research, Education and Extension Organization (AREEO), Gorgan, Iran.

Abstract:

Drought stress is a limiting factor in growth and production in more than 30% of the world's cultivated areas. One of the ways to deal with drought stress is to cultivate plants that are more resistant to this stress and cotton is one of these plants. There is little information about the physiological and biochemical properties of cotton under stress conditions and therefore this study was designed to identify the fluctuation of physiological characteristics and tolerance signals in mother seeds and seeds under drought stress in cotton plants. Experimental factorial, in the form of a randomized complete block design, in 5 seed treatments (including 4 levels of stressed seeds and non-stressed seeds) and stressed seeds at 4 levels of irrigation (rainfed, 33%, 66%) And 100% of the field capacity of the farm) was implemented. In this study, the seeds used were exposed to drought stress in 3 stages during different cropping seasons. The results showed that the effect of irrigation on yield and yield components was significant and the highest total yield was observed in 33% seeds under irrigation 33% of field capacity and the highest early maturity was observed in 66% irrigation. The results showed that severe drought and waterlogging reduce cotton yield and 33% seed after 3 years of exposure to moderate stress by stimulating physiological mechanisms and increasing the amount of osmolytes and antioxidant enzymes. And photosynthetic pigments became more adaptable to drought stress. The results of this study showed that the exposure of seeds to mild to moderate stress, strengthens the signaling pathways and increases the potential of seeds to tolerate drought stress, which can be considered by seed propagation centers.

key words:

Antioxidant enzymes, Cotton, Drought stress, Osmolytes, Photosynthetic pigments, Signaling.

 

 

 

مقدمه

تغییرات وسیع آب و­هوایی و علل و تأثیرات آن، امروزه توجهات جهانی را به خود جلب نموده است. خشکسالی، یکی از تغییرات آب و­هوایی است که به شدت در حال افزایش است و تهدیدات جدی را به ویژه برای کشاورزی به همراه داشته است(Trenberth et al., 2015; Powel and Reinhard, 2016). تنش خشکی، یک عامل محدود­کننده رشد و تولید در بیش از 30­درصد مناطق زیر کشت دنیا است(Massaci et al., 2008). پژوهشهای مختلف، نشان داده است که خشکی به تنهایی می­تواند، 45­درصد کاهش عملکرد را در محصولات زراعی، ایجاد نماید(Belhassen, 1996). از سویی دیگر، جمعیت جهان در حال افزایش است و پیش­بینی می­شود که تا سال 2030، به بیش از هزار میلیارد و تا سال 2050 به بیش از 4/2 هزار میلیارد نفر افزایش یابد(UN DESA, 2015). بر­این­اساس با توجه به رشد جمعیت که به دنبال خود، رشد مصرف انرژی، آب و مواد غذایی را به دنبال داشته است، باید با روش­های مختلفی به نیازهای فزاینده جامعه بشری پاسخ داد.

بدون شک، یکی از راه­های مقابله با تنش خشکی، علاوه بر مدیریت صحیح بهره­برداری از آب، معرفی و کشت گیاهانی است که نسبت به این تنش، مقاومت بیشتری را از خود نشان می­دهند. پنبه(Gossypium hirsutumL) که از آن به عنوان مهم­ترین گیاه لیفی جهان، نام برده می­شود، نقش ارزنده‌ای در صنایع مختلف دارد و به عنوان یک گیاه سازگار یا مقاوم نسبت به خشکی، شناخته می­شود. اگرچه میزان مصرف پنبه، رو­به­فزونی است ولی سطح زیر کشت این محصول در ایران، به شدت رو به کاهش است. کشور ایران که میانگین بارندگی آن، حدود یک سوم میانگین جهانی است با متوسط بارندگی ۲۴۰ میلیمتر در سال، در ردیف مناطق خشک و نیمه خشک قرار می­گیرد(Kardavani, 2001). گزارشات زیادی در رابطه با تأثیر تنش خشکی بر مختل­شدن فرآیندهای فیزیولوژی در گیاهان، تغییر در متابولیسم کربوهیدرات­ها و نیتروژن، تغییر در ساختمان پروتئین­ها و فعالیت آنزیم­ها، تجمع پرولین و کاهش محرک­های رشد وجود دارد(Levitt, 1980). این تغییرات فیزیولوژیکی در نهایت منجر به تغییرات مورفولوژیکی در بذر، گیاهچه، برگ، ارتفاع گیاه و غیره می­شود. 

گیاهان برای مقاومت در برابر تنش خشکی از مکانیسم­های فرار، اجتناب و تحمل استفاده می­کنند. هنگام تنش، گونه­هاي اکسیژن فعال مانند­رادیکال­هاي سوپراکسید، پراکسید­هیدروژن و رادیکال هیدروکسیل ایجاد می­گردند که باعث خسارت اکسیداتیو بـه لیپیدهاي غشاء، پروتئین­ها و اسیدهاي نوکلئیک می­شوند(Mittler et al., 2002 Masood, 2006 and).

آسیب­های اکسیداتیو، یکی از اثرات تنش­های محیطی است و گیاهان برای مقابله با تنش­های اکسیداتیو از سیستم دفاعی آنتی­اکسیدانی با روش­های آنزیمی مانند سوپر­اکسید دیسموتاز و کاتالاز و غیرآنزیمی مانند آسکوربیک اسید، گلوتاتیون، آلفا توکوفرول و کارتنوئیدها بهره می­برند. ترکیبات فنلی با فعالیت آنتی­اکسیدانی نظیر آنتوسیانین­ها و فلاونوئیدها نیز در این دفاع نقش دارند(and Prasad, 2002 Nasibi et al., 2005). کاتالاز نیز آنزیمی آنتی­اکسیدان است که در تنش­هاي شدید، از سلول­ها در مقابل پراکسید­هیدروژن تولیـدشده محافظت می­نماید(Wassmann et al., 2004). همچنین در شرایط نـامطلوب، در گیاهان، ترکیباتی با عملکرد اسمزي ایجاد می­شوند(Hasegawa et al., 2000 and Sotiropoulos, 2007). اسمولیت­ها در حفظ ماکرومولکول­هـا، ساختار پروتئین­ها و محافظت در برابر گونه­هاي اکسیژن فعال نقش دارند(Mitysik et al.,2002). پرولین و گلیسین بتـائین، محافظت­کننده­هایی درشت مولکول و جاروب­کننده رادیکال­هاي آزاد در شرایط تنش هستند(Hellman et al., 2000 Ashraf and foolad, 2007;). بنابراین شناخت مکانیسم­های فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی گیاهان در زمان مواجهه با تنش، به پژوهشگران اصلاح ژنتیک برای تقویت ژن­های مقاومت و تحمل در برابر تنش­ها، کمک نموده و راهی برای مقابله با این مخاطرات طبیعی است.

 از دیگر تأثیرات کمبود آب، کاهش بازدهی و عملکرد پنبه است و به همین دلیل ضرورت پاسخ­های متابولیکی مناسب­تر گیاه پنبه در برابر استرس خشکی، یک ضرورت است. پژوهش ها نشان داده است که شدت، زمان و مدت تنش رطوبتی در پنبه می­تواند تأثیرات متفاوتی بر رشد و عملکرد آن داشـته باشـد(Pettigrew, 2004). یافته­های پژوهشگران بیانگر آن است که تنش آبی در طول دوره گلدهی و غوزه دهی، تأثیرات زیادي را بر خصوصیات فیزیولوژیکی و پارامترهاي شیمیایی پنبه نظیر فتوسنتز، متابولیسم کربن و نیتروژن و همچنین متابولیسم آنتی اکسیدان­ها دارد که در نهایت می تواند باعث کاهش عملکرد وش گردد(Ball et al., 1994 Pettigrew, 2001; Ennahl and Earl, 2005;).

 بدون شک، شناسایی صفات فیزیولوژیکی تحمل به خشکی نظیر توزیع کربوهیدرات­ها و تنظیم اسمزی و استفاده از آنها، می­تواند فاکتور مناسبی برای مطالعات بیوتکنولوژی در زمینه بهبود عملکرد و کیفیت محصولات گیاهی باشد. از طرفی، بذر پنبه به عنوان دومین منبع پروتئین پس از سویا و پنجمین منبع روغن پس از آفتابگردان می باشد و مطالعه و تحقیق بر روی بذر، یکی از پژوهش­های پراهمیت است.

اگرچه مطالعات زراعی فراوانی بر روی گیاه پنبه انجام شده است ولیکن اطلاعات کمی در مورد خواص فیزیولوژیک و بیوشیمیایی پنبه، فتوسنتز و متابولیسم آن در شرایط تنش وجود دارد(Meloni et al.,2003 DeRidder et al.,2007;). این پژوهش با هدف شناخت نوسان ویژگی­های فیزیولوژیکی و سیگنال­های تحملی در بذور مادری و بذور تحت تنش خشکی قرارگرفته در گیاه پنبه طراحی گردید.

مواد و روش­ها

در این تحقیق، آزمایشات مزرعه، در ایستگاه تحقیقات پنبه هاشم­آباد، انجام شد. این ایستگاه، در جنوب شرقی دریای خزر و در 11 كيلومتري شمال­غربي گرگان و در يك كيلومتري روستاي هاشم­آباد، در طول جغرافيايي 54درجه و 16دقیقه شرقی و عرض جغرافيايي 36درجه و 51 دقیقه شمالی، واقع شده و ارتفاع آن از سطح دريا، 3/13 متر است. 

آزمایشی­به صورت فاکتوریل، در قالب طرح بلوک کامل تصادفی، در 5 تیمار بذری(شامل4 سطح بذر تنش یافته و بذرهای غیر تنش یافته) و بذور تنش­یافته در 4 سطح آبیاری (دیم، 33­درصد ، 66­درصد و100­درصد ظرفیت زراعی مزرعه)، در 3 تکرار در کرت­های 6 متری و در 4 خط با فاصله 80 سانتی متر و فاصله روی ردیف 20 سانتی­متر، در ایستگاه هاشم­آباد، اجرا شد. در این پژوهش، بذور استفاده شده، 3 مرحله در معرض تنش خشکی در طی فصول زراعی مختلف قرار گرفتند. ابتدا در سال زراعی 96-95، بذور معتبر از رقم پنبه گلستان، تهیه که به نام های: S10، S11،S12، S13 و S14 نام گذاری و در 4 سطح آبیاری: دیم، 33­درصد، 66­درصد و 100­درصد ظرفیت زراعی مزرعه که به ترتیب: W0، W1، W2 و W3 نام­گذاری شدند، قرار گرفتند. در سال زراعی 97-96، بذور مواجه شده با تنش خشکی در سال گذشته، به همراه یک بذر معتبر تهیه شده از بازار، مجدد تحت تیمارهای آبیاری ذکر شده قرار گرفتند. بذر شاهد به نام S20 و سایر بذور تحت تیمارهای آبیاری به نام­های: S21، S22، S23 و S24 نام­گذاری شدند.در سال زراعی، 98-97، مجدد بذور استحصال شده از تیمارهای آبیاری سال قبل به همراه یک بذر معتبر تهیه شده از بازار به عنوان شاهد به نام S30 تحت تیمارهای آبیاری ذکر شده قرار گرفتند و بذور مربوطه به ترتیب: S31، S32، S33 و S34 نام­گذاری شدند.

عملیات زراعی:

بعد از انجام کرت­بندی، در 10 اردیبهشت، عملیات کاشت صورت پذیرفت.در طی فصل رشد عملیات وجین، با دست انجام و از آفت­کش­های مناسب جهت مقابله با آفات استفاده شد. برای برقراری تیمارهای مختلف آبیاری در مزرعه از لوله­های هیدروفلوم و دریچه­هایی که در ابتدای خطوط کاشت قرار داشت، استفاده شد.

عملیات برداشت:

در زمان بازشدن غوزه­ها و قبل از برداشت محصول، پس از حذف نیم متر از ابتدا و انتهای هر کرت برای حذف اثر حاشیه­ای، 10 بوته به طور تصادفی انتخاب و صفات مختلف در آنها، اندازه­گیری شد. برای مطالعات آنزیمی نیز از تانک ازت و یخ دان یونولیتی، جهت انتقال نمونه­های برداشت شده از مزرعه به آزمایشگاه، استفاده شد .برداشت نهایی از مزرعه نیز در ماه­های مهر و آبان انجام شد و محصول هر چین جداگانه برداشت، توزین و عملکرد کل محاسبه گردید.

اندازه­گیری فعالیت آنزیمی: 

برای تهیه محلول عصاره گیری از روش Resende و همکاران(2002) استفاده شد.

اندازه­گیری فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز:

جهت تعیین فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز، 2 میلی­لیتر مخلوط واکنش حاوی 6/1 میلی­لیتر بافر فسفات مونوسدیک (250 میلی­مولار) با 7PH ، 200 میکرولیتر عصاره آنزیمی و 50 میکرولیتر اسید­آسکوربیک (5/0 میلی مولار)، 50 میکرولیتر EDTA(1/0 میلی­مولار) و 100 میکرولیتر آب اکسیژنه(2/1 میلی­مولار) استفاده شد. با اضافه کردن آب اکسیژنه به مخلوط واکنش فعالیت آنزیمی شروع شد. محلول بلانک، حاوی 7/1 میلی لیتر بافر فسفات مونوسدیک(250 میلی­مولار) با 7PH  و 200 میکرولیتر عصاره آنزیمی، 50 میکرولیتر اسیدآسکوربیک(5/0 میلی­مولار) و 50 میکرولیترEDTA(1/0 میلی­مولار) است. کاهش جذب نور در طول موج 290 نانومتر برای مدت زمان 2 دقیقه اندازه گیری شد. فعالیت آنزیم بر اساس میکرومول آب اکسیژنه تجزیه شده در هر دقیقه به ازای وزن تر بافت با ضریب خاموشی (€) برابر با L/mm.cm 8/2 بیان شد. برای محاسبه فعالیت آنزیم، تفاضل جذب نور بین ثانیه 30 و 90 مورد استفاده قرار گرفت. فعالیت آنزیمی نیز بر حسب تغییرات جذب DOD(FW)-1min-1 در واحد سینتیک آنزیمی محاسبه گردید(Murthy et al,2002).

فعالیت آنزیم سوپر اکسید دیسموتاز:

فعالیت این آنزیم براساس روش Giannopolitis و Ries(1977)، مطالعه شد. در این روش از محلول­های بافر فسفات سدیم 50 میلی مولار، متونین 13 میلی­مولار، نیتروبلو تترا زولیوم(NBT)، 75 میکرو­لیتر، Na- EDTA 1/0 میلی مولار و ریبو­فلاوین 2 میکرومولار استفاده شد.برای سنجش این آنزیم، در مرحله اول نمونه­ای تهیه شد که شامل تمام محلول­های مندرج در جدول بدون عصاره آنزیمی بود که این نمونه به عنوان شاهد در نظر گرفته شده و تحت تابش یک لامپ فلورسنت قرار گرفت و هر 2 دقیقه یکبار تا 30 دقیقه، جذب طول موج آن در 560 نانومتر، توسط دستگاه اسپکتروفتومتری که توسط محلول نور ندیده، به عنوان شاهد تنظیم شده بود، خوانده شد. پس از رسم منحنی مربوط به مدت زمان­های مختلف روشنایی در مقابل میزان جذب محلول­های بدون عصاره آنزیمی و ثابت ماندن تغییرات جذب بعد از 16 دقیقه، لوله­های آزمایش مربوط به عصاره، حدود 16 دقیقه در معرض نور قرار گرفت و دستگاه طیف­سنج نیز در این مدت با طول موج 560 نانومتر و به وسیله عصاره آنزیم بدون روشنایی به عنوان شاهد، تنظیم شد وسپس جذب بعد از 16 دقیقه در این طول موج خوانده شد.

اندازه­گیری فعالیت آنزیم کاتالاز:

برای اندازه­گیری فعالیت کاتالاز از روش  Karو همکاران(1975) و Chance و همکاران(1955)، استفاده شد.

اندازه­گیری میزان رنگیزه­ها:

برای اندازه­گیری میزان رنگیزه­ها از روش Dere و همکاران(1998)، استفاده شد. برای محاسبه مقادیر کلروفیل­a ، کلروفیلb و همچنین کاروتنوئید کل از فرمول Lichtenaler و Wellburn(1985)، استفاده گردید.

اندازه­گیری فعالیت پرولین:

برای این منظور، از روش Bates(1973)، استفاده شد.

سنجش فعالیت گلایسین بتائین:

برای سنجش فعالیت گلایسین بتائین، از روشGreive  و Grattan(1983)، استفاده شد. 

سنجش فعالیت فنل کل:

فعالیت ترکیبات فنل با استفاده از روش folin-ciocalteu سنجیده شد.

سنجش محتوی تانن:

برای سنجش محتوای تانن و ترکیبات غیرتاننی، به یک میلی­لیتر از عصاره استخراج، یک میلی­لیتر آب مقطر و 100 میلی­گرم پلی­وینیل پیرولیدون افزوده و پس از ورتکس به مدت 15 دقیقه در دمای 4 درجه سانتی­گراد نگه داشته و به مدت 10 دقیقه در rpm3000 سانتریفیوژ نموده و جذب آن در طول موج 725 نانومتر خوانده ­می­شود. در این روش، از اسید گالیک در غلظت­های صفر تا 100 میلی­گرم در میلی­لیتر به عنوان استاندارد استفاده شد(Makkar and et al.,1993).

تحلیل­آماری:

داده­هاي تحقيق به طور میانگین از سه بوته در هر تيمار و با يك تكرار استخراج شد. تجزیه و تحلیل واریانس با استفاده از نرم­افزار SAS و رویه Proc-Mixed ، (9:SAS Institute, Cary, NC, USA) با آزمون حداقل اختلاف معنی­داری فیشر(LSD) در سطح 5­درصد (SAS, 2001) محاسبه و رسم نمودارها نیز با نرم افزار EXCELL انجام شد.

نتایج

برای بررسی خصوصیات فیزیولوژیکی بذور مختلفی که به مدت 3سال تحت تنش­های مختلف آبی قرار گرفته­اند و تعیین نقش هر یک در تحمل نسبت به خشکی، تعدادی از شاخص­های فیزیولوژیکی نظیر: پرولین،گلیسین­بتائین، فنل، تانن، ترکیبات غیر­تاننی، SOD، APX و رنگیزه­های فتوسنتزی انتخاب و نوسان آنها مورد بررسی قرار­گرفت و در نهایت تأثیر این ویژگی­ها بر عملکرد محصول مشخص گردید.

 

جدول 1: نوسان مقدار پرولین و گلایسین­بتائین در تیمارهای مختلف آبی و بذری*

گلایسین بتائین بذر ( میلی گرم بر گرم وزن خشک)	گلایسین بتائین برگ ( میلی گرم بر گرم وزن خشک)	پرولین بذر ( میلی گرم بر گرم وزن خشک)	پرولین برگ ( میلی گرم بر گرم وزن تر)	WS
10/50 ± 93/0 b	43/48 ± 41/2 jk	01/1 ± 037/0 d-f	290/0 ± 0017/0 e-g	W0S30
71/39 ± 70/0 b	80/59 ± 38/3 e-i	27/1 ± 059/0 ab	270/0 ± 0006/0 g	W0S31
77/40 ± 11/1 b	88/51 ± 19/7 h-j	27/1 ± 026/0 ab	270/0 ± 0007/0 g	W0S32
56/48 ± 78/0 b	52/52 ± 18/4 h-j	99/0 ± 075/0 d-g	306/0 ± 0027/0 c-e	W0S33
35/44 ± 17/2 b	10/56 ± 48/1 f-j	25/1 ± 029/0 ab	306/0 ± 0023/0 c-e	W0S34
22/44 ± 32/0 b	79/82 ± 47/1 a	91/0 ± 091/0 f-h	276/0 ± 0023/0 fg	W1S30
75/45 ± 23/1 b	59/67 ± 76/1 b-d	19/1 ± 057/0 a-c	313/0 ± 0019/0 cd	W1S31
10/155 ± 72/1 a	93/59 ± 04/7 e-i	77/0 ± 047/0 hi	306/0 ± 0126/0 c-e	W1S32
60/144 ± 34/1 a	85/73 ± 07/1 ab	00/1 ± 017/0 d-f	280/0 ± 0053/0 fg	W1S33
32/31 ± 02/1 b	74/62 ±  33/1-g	72/0 ± 042/0 i	276/0 ± 0025/0 fg	W1S34
77/40 ± 41/0 b	51/69 ± 24/1 b-d	17/1 ± 053/0 a-c	286/0 ± 0026/0 e-g	W2S30
07/43 ± 39/0 b	60/73 ± 97/4 a-c	85/0 ± 061/0 g-i	296/0 ± 0097/0 d-f	W2S31
70/37 ± 24/1 b	53/64 ± 33 /0-f	05/1 ± 024/0 c-e	296/0 ± 0108/0 d-f	W2S32
93/53 ± 52/4 b	37/57 ± 76/3 f-j	95/0 ± 025/0 e-g	296/0 ± 0083/0 d-f	W2S33
68/36 ± 31/0 b	54/53 ± 49/1 g-j	88/0 ± 044/0 f-h	280/0 ± 0053/0 fg	W2S34
92/35 ± 90/0 b	73/50 ± 54/0 ij	89/0 ± 064/0 f-h	320/0 ± 0003/0 c	W3S30
85/32 ± 38/0 b	06/60 ± 45/3 e-h	29/1 ± 020/0 a	353/0 ± 0203/0 b	W3S31
92/41 ± 07/2 b	54/59 ± 53/2 e-i	16/1 ± 057/0 a-c	383/0 ± 0030/0 a	W3S32
71/37 ± 07/1 b	81/48 ± 34/2 jk	13/1 ± 023/0 b-d	313/0 ± 0017/0 cd	W3S33
86/44 ± 98/2 b	38/40 ± 43/10 k	94/0 ± 047/0 e-g	280/0 ± 0014/0 fg	W3S34

* در هر ستون اعداد داراي حروف مشترك، تفاوت معنی­داري با یکدیگر ندارند.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

جدول 2: نوسان میزان فنل، تانن و ترکیبات فنلی بدون­تانن برگ و بذر در تیمارهای مختلف آبی و بذری*

ترکیبات فنلی بدون تانن بذر ( میلی گرم بر گرم وزن خشک)	ترکیبات فنلی بدون تانن برگ ( میلی گرم بر گرم وزن تر)	تانن بذر ( میلی گرم بر گرم وزن خشک)	تانن برگ ( میلی گرم بر گرم وزن تر)	فنل کل برگ ( میلی گرم بر گرم وزن تر)	فنل کل بذر ( میلی گرم بر گرم وزن خشک)	WS
55/15 ± 83/0 jk	92/20 ± 94/1 b	89/249 ± 36/35 d	96/78 ± 11/1 cd	88/99 ± 11/2 d	35/265 ± 96/2 d	W0S30
77/22± 84/0 e-g	55/11 ± 08/1 e-g	40/212 ± 05/82 e	51/75 ± 88/0 de	06/87 ± 21/1 fg	18/235 ± 94/8 e-f	W0S31
14/26 ± 84/0 c-e	40/14 ± 89/1 c-f	39/227 ± 16/29 de	85/91 ± 89/2 b	25/106 ± 00/4 bc	54/253 ± 02/3 d-f	W0S32
08/33 ± 03/1 a	82/12 ± 63/0 d-g	31/229 ± 80/53 de	53/94 ± 18/1 ab	36/107 ± 10/1 b	39/262 ± 31/6 d	W0S33
00/25 ± 84/1 c-e	33/14 ± 14/1 c-g	22/232 ± 27/4 de	26/78 ± 58/0 cd	59/92 ± 70/0 ef	23/257 ± 71/5 de	W0S34
22/12 ± 29/0 k	04/18  ± 19/1 a-d	44/217 ± 82/15 e	50/84 ± 07/1 c	24/99 ± 60/1 d	73/229 ± 20/15 f	W1S30
24/16 ± 29/1 ij	81/14 ± 29/1 c-g	48/231 ± 83/9 de	69/48 ± 46/0 hi	44/63 ± 80/0 j	72/247 ± 01/11 e-f	W1S31
48/27 ± 40/1 bc	44/13 ± 30/2 d-g	76/286 ± 52/19 c	30/39 ± 04/1 j	74/52 ± 21/2 k	24/314 ± 13/19 fc	W1S32
81/19 ± 93/0 g-i	87/16 ± 23/0 a-e	37/383 ± 24/1 a	59/48 ± 67/1 hi	47/65 ± 50/1 j	19/403 ± 61/0 a	W1S33
57/30  ± 96/2 ab	84/14  ± 26/2 c-f	89/93 ± 62/1 f	99/69 ± 63 /1 f	87/84 ± 70/0 g	46/124 ± 33/2 g	W1S34
94/21 ± 26/1 fg	21/18 ± 16/2 a-d	40/293 ± 11/10 bc	15/71 ± 76/1 ef	36/89 ± 70/0 e-g	35/315 ± 29/10 c	W2S30
79/26 ± 04/2 b-d	06/13 ± 14/1 d-g	88/346 ± 29/21 b	91/30 ± 39/0 k	97/43 ± 80/0 l	68/343 ± 22/23 b	W2S31
03/20 ± 87/0 gh	80/8 ± 17/1 g	10/83 ± 44/4 f	94/68 ± 94/2 f	65/77 ± 90/2 i	33/103 ± 53/4 g	W2S32
14/16 ± 38/1 ij	57/14 ± 18/0 c-f	42/90 ± 32/3 f	76/78 ± 85/1 cd	33/93 ± 80/1 e	560/106 ± 29/3 g	W2S33
51/17 ± 92/0 h-j	35/9 ± 12/1 fg	86/94 ± 51/8 f	85/68 ± 43/1 f	20/78 ± 20/2 hi	38/112 ± 35/8 g	W2S34
90/14 ± 25/ jk	64/21 ± 55/4 a	42/87 ± 02/33 f	08/62 ± 94/1 g	83/83 ± 50/2 gh	32/102 ± 41/3 g	W3S30
79/26 ± 71/1 b-d	84/15 ± 51/0 b-e	68/73 ± 84/22 f	10/45 ± 53/0 i	59/60 ± 90/0 j	47/100 ± 45/1 g	W3S31
12/20  08/1 gh	32/8  18/1 h	96/84 ± 37/4 f	763/92 ± 44/0 b	08/101 ± 00/1 cd	09/105 ± 31/5 g	W3S32
18/23 ± 46/0 d-g	96/18 ± 16/4 a-c	91/88 ± 37/3 f	89/97 ± 76/1 a	86/116 ± 30/3 a	10/112 ± 34/3 g	W3S33
94/21 ± 59/0 fg	99/12 ± 26/0 e-g	06/90 ± 68/2 f	27/51 ± 39/0 h	27/68 ± 50/0 j	01/112 ± 74/2 g	W3S34

* در هر ستون اعداد داراي حروف مشترك، تفاوت معنی­داري با یکدیگر ندارند.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Superoxide dismutase ( U mg -1 total protein)

 

شکل 1: نوسان آنزیم سوپر­اکسید دیسموتاز در بذور تحت تیمارهای آبی مختلف)حروف مشابه در آزمون دانکن نشانه عدم اختلاف معنی­دار است(.

 

Ascorbate peroxidase (UA g -1 FW )

 

شکل 2: نوسان آنزیم آسکوربات پراکسیداز در بذور تحت تیمارهای آبی مختلف( حروف مشابه در آزمون دانکن نشانه عدم اختلاف معنی­دار است(.

 

شکل 3: نوسان آنزیم کاتالاز در تیمارهای مختلف آبی و بذری( حروف مشابه در آزمون دانکن نشانه عدم اختلاف معنی­دار است(.

 

خصوصیات فیزیولوژیکی بذور در شرایط دیم:

مقایسه بذور مختلف با بذر شاهد در تیمار دیم نشان داد که خصوصیات فیزیولوژیکی در آنها از نوسان برخوردار بوده است. مقایسه تغییرات این خصوصیات در بذور مختلف با بذر شاهد مطابق با جداول(1و2) و اشکال(1، 2 و3) نشان داد که بذر S32 با توجه به افزایش مقدار ترکیبات فنلی بدون تانن و پرولین، در بذر و همچنین افزایش فعالیت SOD و مقدار فنل و تانن در برگ گیاهان حاصل از این بذر، در مقایسه با شاهد، توانسته است نسبت به بذور دیگر، تحمل بیشتری در برابر تنش آبی در شرایط دیم داشته باشد.

خصوصیات فیزیولوژیکی بذور در شرایط آبیاری 33­درصد ظرفیت زراعی مزرعه:

مقایسه بذور مختلف با بذر شاهد در تیمار آبی 33­درصد ظرفیت زراعی مزرعه، نشان داد که خصوصیات فیزیولوژیکی در این بذور نیز، از نوسان برخوردار بوده است. مقایسه تغییرات این خصوصیات در بذور مختلف با بذر شاهد مطابق با جداول(1و2) و اشکال(1، 2 و3)، نشان داد که بذر S32 از نظر خصوصیات فیزیولوژیکی از پتانسیل بهتری برای کشت در شرایط آبیاری 33­درصد ظرفیت زراعی مزرعه برخوردار است و توانسته است با افزایش مقدار گلیسین بتائین، فنل، تانن و ترکیبات فنلی بدون­تانن بذر و همچنین افزایش مقدار پرولین و فعالیت SOD در برگ گیاهان حاصل از این بذور، از قدرت تحمل بیشتری نسبت به تنش آبی در این شرایط آبیاری برخوردار باشد.

خصوصیات فیزیولوژیکی بذور در شرایط آبیاری 66­درصد ظرفیت زراعی مزرعه:

مقایسه بذور مختلف با بذر شاهد در تیمار آبی 66­درصد ظرفیت زراعی مزرعه، نشان داد که خصوصیات فیزیولوژیکی در این بذور نیز، از نوسان، برخوردار بوده است. مقایسه تغییرات این خصوصیات در بذور مختلف با بذر شاهد مطابق با جداول(1و2) و اشکال(1، 2 و3) نشان داد که با توجه به نتایج به دست­آمده، بذر S32 از نظر خصوصیات فیزیولوژیکی که سبب افزایش فعالیت کاتالاز در بذر و افزایش فعالیت APX در برگ گیاهان حاصل از این بذور، شده است، توانسته از تحمل بیشتری نسبت به تنش آبی تحت این شرایط آبیاری برخوردار باشد.

خصوصیات فیزیولوژیکی بذور در شرایط آبیاری 100­درصد ظرفیت زراعی مزرعه:

مقایسه بذور مختلف با بذر شاهد در تیمار آبی 100­درصد ظرفیت زراعی مزرعه، نشان داد که خصوصیات فیزیولوژیکی در این بذور نیز، از نوسان برخوردار بوده است. مقایسه تغییرات این خصوصیات در بذور مختلف با بذر شاهد مطابق با جداول(1و2) و اشکال(1، 2 و3) نشان داد که با توجه به نتایج به دست آمده، بذر S33از نظر خصوصیات فیزیولوژیکی که منجر به افزایش مقدار ترکیبات فنلی بدون تانن و پرولین در بذر و افزایش مقدار فنل و تانن در برگ بذور حاصل از این بذر، شده است، از پتانسیل بهتری برای کشت در شرایط آبیاری 100­درصد ظرفیت زراعی مزرعه برخوردار است. 

کلروفیل a، کلروفیل b و کاروتنوئید:

نتایج به دست آمده در ارتباط با رنگیزه­های فتوسنتزی نشان داد که مقدار کلروفیلa در تیمارهای مختلف این آزمایش، از نوسان کمتری برخوردار بوده لیکن نوسان مقدار کاروتنوئید و کلروفیل bبیشتر بوده است. نتایج، نشان داد که افزایش و یا کاهش مقدار کاروتنوئید و کلروفیل bدر برگ های حاصله از بذور تحت تیمارهای مختلف آبی، از الگوی یکسانی تبعیت نموده است(شکل4).

نتایج حاصله از این پژوهش، نشان داد که در تیمار دیم و در مقایسه بین بذر شاهد با سایر بذور، مقدار کاروتنوئید و کلروفیل bدر برگ گیاهان حاصل از بذور S31، S33 و S34 کاهش و در برگ گیاهان حاصل از بذور S32 افزایش یافته است. در تیمار آبی 33­درصد، در این مقایسه، مقدار کاروتنوئید و کلروفیل bدر برگ گیاهان حاصل از بذور S31، کاهش و در برگ گیاهان حاصل از سایر بذور، افزایش یافته است لیکن مقدار افزایش در برگ گیاهان حاصل از بذور S32 بیشتر از برگ گیاهان حاصل از سایر بذور بوده است. در تیمار آبی 66­درصد، نتایج این مقایسه نشان داد، مقدار کلروفیلb و کاروتنوئید در برگ گیاهان حاصل از بذور S31، S33 و S34، کاهش و در برگ گیاهان حاصل از بذور S32 افزایش یافته است. در تیمار آبی 100­درصد، نتایج بیانگر آن است که مقدار کلروفیلb و کاروتنوئید در برگ گیاهان حاصل از بذور دیگر نسبت به برگ گیاهان حاصل از بذور شاهد، افزایش یافته است لیکن مقدار این افزایش در برگ گیاهان حاصل از بذور S33، نسبت به برگ گیاهان حاصل از سایر بذور بیشتر بوده است.

 

Chlorophyll a and Chlorophyll b (mg g -1FW)

 

شکل4: نوسان مقادیر کلروفیلa، کلروفیلb و کاروتنوئید در برگ گیاهان حاصل از بذور تحت تیمارهای آبی مختلف

 

 

 

 

جدول3: تجزیه واریانس عملکرد و اجزای عملکرد پنبه دانه‌ها

عملکرد چین اول (گرم)	عملکرد چین دوم (گرم)	وزن 30 غوزه چین  (گرم)	وزن الیاف 30 غوزه چین 1(گرم)	وزن بذر عملکرد چین  اول(گرم)	درجه آزادی	منابع تغیرات
**3546709	**1690590	**4296	**719	**1322975	3	سطح آبیاری
*225730	63141ns	489ns	94ns	66082 ns	4	بذر
**244596	64440ns	331ns	15/58ns	**84583	12	سطح آبیاری در بذر
75656	72548	337	57/42	30641		خطا
07/41	16/58	21/14	63/13	29/42		CV

** معنی­دار در سطح یک درصد- *معنی­دار در سطح 5 درصد- ns غیر­معنادار

 

عملکرد و اجزای عملکرد:

بر اساس نتایج تجزیه واریانس(جدول3)، اثر آبیاری بر عملکرد و اجزای عملکرد معنی‌دار بود. بر اساس جدول مقایسه میانگین‌ها(جدول 4)، بیشترین عملکرد چین اول در آبیاری 66­درصد ظرفیت زراعی به­دست آمد در حالی­که عملکرد چین دوم و وزن 30 غوزه چین اول در تیمار آبی 33­درصد ظرفیت زراعی، بیشترین بود. وزن بذر استحصالی و وزن الیاف30 غوزه در تیمار آبیاری 66­درصد ظرفیت زراعی، بیشترین بود(جدول4). عملکرد چین اول و دوم در بذور استحصالی از تیمار آبی 33­درصد ظرفیت زراعی، افزایش معنی‌دار داشتند. همچنین وزن 30غوزه چین اول و وزن الیاف 30 غوزه چین اول در تیمار آبی 33­درصد ظرفیت زراعی بیشترین بود(جدول4). نتایج به دست­آمده از این تحقیق، نشان داد که بیشترین مقدار عملکرد کل به میزان 9/958 گرم(در متر­مربع)، در بذور 33­درصد تحت تیمار آبی 33­درصد(W1S32)، مشاهده شد(جدول 4). 

 

 

 

 

 

جدول 4: میزان عملکرد و اجزای عملکرد در تیمارهای مختلف آبی و بذری*

عملکرد چین اول (گرم در متر مربع)	وزن الیاف سی غوزه چین اول (گرم)	وزن سی غوزه چین اول (گرم)	عملکرد کل (گرم در متر مربع)	WS
43/18 ±  00/2 h	90/38 ± 60/7 g-i	00/121 ± 05/ 17 c-h	33/195 ± 14/75 h-j	W0S30
00/14 ±  12/7 h	80/42 ± 94/1 d-i	33/134 ± 78/5 a-f	90/146 ± 37/70 ij	W0S31
43/72 ±  12/26 f-h	33/46 ± 88/0 c-h	33/136 ± 85/1a-e	00/322 ± 70/78 g-i	W0S32
00/42 ±  28/22 gh	53/33 ± 13/8 i	10/104 ± 70/26f-h	33/197 ± 82/9 ij	W0S33
23/50 ±  31/25 gh	73/39 ± 36/6 f-i	00/122 ± 32/22 c-h	00/374 ± 87/176 g-h	W0S34
66/98 ±  66/28 f-h	70/49 ± 40/2 b-f	47/144 ± 29/7 a-d	33/573 ± 69/401 b-e	W1S30
76/86 ±  44/57 d-f	83/50 ± 75/1 b-e	00/151 ± 04/4 a-c	16/735 ± 11/73 b	W1S31
43/432 ±  31/11 ab	86/58 ± 25/2 ab	00/164 ± 25/6 a	90/958 ± 98/197 a	W1S32
33/159 ±  85/39 e-g	13/47 ± 23/8 c-h	33/131 ± 00/19 b-g	66/706 ± 00/56 bc	W1S33
90/262 ±  90/34 de	13/56 ± 27/1 a-c	77/154 ± 42/2ab	90/740 ± 52/354 b	W1S34
10/527 ±  00/64 a	80/55 ± 74/1 a-c	33/143 ± 05/4 a-d	43/746 ± 70/209 b	W2S30
23/436 ±  26/27 ab	66/51 ± 76/1 a-d	00/129 ± 00/2 b-h	76/547 ± 67/108  c-f	W2S31
43/406  ±  33/27 a-c	66/61 ± 20/1 a	67/149 ± 28/3 a-c	00/520 ± 98/10 d-f	W2S32
23/304 ±  28/27 b-d	00/51 ± 00/2 a-d	67/126 ± 84/5 b-h	23/434 ± 52/91 e-g	W2S33
66/498 ±  18/24 a	73/53 ± 41/3 a-c	80/127 ± 77/5 b-h	33/666 ± 13/192 b-d	W2S34
66/290 ±  33/45 c-e	00/47 ± 52/1 c-h	43/115 ± 94/0 d-h	16/431± 24/9 e-g	W3S30
66/114 ±  77/30 f-h	83/36 ± 84/0 hi	77/99 ± 47/2 h	33/121 ± 65/19 j	W3S31
00/116  ±  65/11 f-h	06/40 ± 96/0 e-i	13/101 ± 16/4 gh	76/135 ± 38/67 j	W3S32
33/179 ±  03/6 d-g	73/47 ± 82/1 c-g	67/117  ± 60/2 d-h	33/195 ± 97/28 j-i	W3S33
23/282±  85/14 c-e	33/47 ± 20/1 c-h	77/112 ± 63/10 e-h	00/400 ± 72/25 e-g	W3S34

* در هر ستون اعداد داراي حروف مشترك، تفاوت معنی­داري با یکدیگر ندارند.

 

بحث

نتایج نشان داد که تنش خشکی شدید و آبیاری فراوان(W0 و W3)، در هر دو حالت باعث کاهش عملکرد گیاه پنبه و تنش خفیف تا متوسط(W1 و W2)، سبب افزایش عملکرد محصول پنبه شد که با نتایج به دست آمده توسط Ghorbani(2015) و Fathi و همکاران(2011)، مطابقت دارد. پژوهش­های مختلفی که توسط Yazar و همکاران(2002) و Singh و همکاران(2016)، صورت پذیرفته، نشان داده است که کمبود و فراوانی آب در هر دو صورت، سبب تأثیر نامطلوب بر روی عملکرد و اجزای عملکرد گیاه پنبه می‌شود که پژوهشگران، دلیل این امر را از بین رفتن تعادل بین رشد رویشی و زایشی در این گیاه ذکر کرده­اند. همچنین نتایج پژوهش DeTar  و همکاران(2008)، نشان داد که آبیاري بیش از حد، علاوه بر افزایش رشد رویشی، تأخیر در شروع گلدهی و دیررس­شدن محصول، موجب آب­شویی مواد غذایی از ناحیه ریشه می­شود. بنابراین، عملکرد دانه پنبه در صورت مواجهه با طیف وسیعی از کمبود آب، غیر­قابل تحمل و آسیب جدی جبران­ناپذیری خواهد دید(Niu et al., 2018). Wang و همکاران(2013)، دریافتند که تعداد غوزه و عملکرد محصول تحت خشکسالی کاهش می یابد. همان­طور که مطالعات Papastylianou و Argyrokastritis(2014)، ثابت کرد، عملکرد پنبه و استحکام الیاف برخی ارقام پنبه در معرض تنش خشکی متوسط، افزایش می­یابد. بنابراین، وزن 30 غوزه و وزن فیبر S32 بیشترین میزان را بعد از قرارگرفتن در معرض 3 سال تنش آبی به خود اختصاص دادند.

پژوهش­ها نشان داده است که محتواي رنگدانه­هاي فتوسنتزي، ازجمله کلروفیل­ها و کاروتنوئیدها که در تبدیل انرژي نورانی بـه انرژي شیمیایی حائز اهمیت هستند، تحت تأثیر خشکی، تغییر مـی­کند(Jaleel et al.,2009).نتایج به دست آمده از این آزمایش نیز نشان داد که تحت تأثیر خشکی، محتوای کلروفیلی برگ در گیاهان حاصل از بذور مختلف تحت تنش قرار گرفته، تغییر یافت که با نتایج ارائه شده توسط SemerciA و SemerciH(2017)، انطباق دارد. با توجه به نتایج حاصله، به نظر می­رسد که به دلیل نقش کلروفیل bو کاروتنوئید در فتوسنتز و همچنین نقش کاروتن ها به عنوان پیش ماده ساخت ABA به عنوان یک فیتوهورمون مقابله کننده در برابر استرس، بذر S32 در شرایط دیم، 33­درصد و 66­درصد ظرفیت زراعی مزرعه(تنش خفیف تا متوسط)، می­تواند از افزایش فتوسنتز و قدرت تحمل بیشتری در برابر تنش خشکی برخوردار باشد. در شرایط آبی 100­درصد ظرفیت زراعی نیز به نظر می رسد که بذر S33 از افزایش فتوسنتز بیشتری برخوردار باشد. 

همان طور که عنوان شد، محتواي کلروفیل، یکی از فاکتورهاي مهم و مؤثر بر قابلیت فتوسنتزي است و کاهش یا عدم تغییر در محتواي کلروفیل گیاه، تحت شرایط تنش خشکی در گونه­هاي مختلف گیاهی مشاهده شده اسـت که شدت این کاهش، بستگی به میزان تنش و مدت آن دارد( Jagtap et al., 1998؛Rensburg and Kruger,1994).

آغاز تنش خشکی با کاهش هدایت روزنه ای و دسترسی کمتر به CO2 در سایت RUBISCO همراه است که در نتیجه­ی کاهش کربوکسیلاسیون، فتوسنتز و تولیدات آن کاهش می­یابد. عمدتاً کاهش فتوسنتز در شرایط خشکی ضعیف یا متوسط به دلیل محدودیت­های روزنه­ای و در شرایط خشکی شدید به دلیل افزایش مقدار فتوسنتز است(Chastain et al.,2014). 

Naderi و Valizadeh(2014)، عنوان کردند، ژنوتیپ هایی که از توانایی بیشتری برای حفظ ساختار غشایی و رنگدانه­های فتوسنتزی خود در شرایط تنش خشکی برخوردار هستند، سرعت بازیابی بهتری نیز پس از برطرف شدن شرایط تنش دارند که نتایج بیانگر توانایی ژنوتیپ های S32 و S33 از این نظر است.

نتایج این پژوهش، نشان داد که بذور S32 به دلیل خصوصیات فیزیولوژیک کسب شده در طی 3سال تنش، از پتانسیل بیشتری برای کشت در شرایط دیم و تنش متوسط تا خفیف برخوردار شده­اند که این قابلیت، به دلیل تغییر در میزان اسمولیت­ها و ترکیبات فنلی و همچنین فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان، کسب شده­است. همان طور که Izadpanah و Calagari(2014) عنوان کردند در اثر تنش خشکی، تجمع اسمولیت­ها در سلول، افزایش یافته که سبب اجتناب و یا مقاومت در برابر این تنش می­شود. به عبارت دیگر، تنش خشکی، توأم با افزایش غلظت املاح سازگار مانند قندهای محلول، گلیسین بتائین و پرولین در سلول است که در بین این مواد، پرولین نقش محوری در تنظیم اسمزی دارد و در افزایش پایداری درون­سلولی پروتئین­ها و غشاها موثر است(Sharma et al., 2011). یافته هایSakihama و همکاران(2002)، نیز نشان داد که ترکیبات فنلی، با دادن الکترون به آنزیم­های پراکسیداز و سم­زدایی آب اکسیژنه تولید­شده، در مقاومت گیاه در برابر خشکی نقش دارند. نتایج Lei و همکاران(2007) نیز مشخص نمود که در شرایط تنش، گیاهانی که دارای سطوح بالای آنزیم­های آنتی­اکسیدان دائمی یا القایی هستند، در برابر خسارات اکسیداتیو ناشی از تنش، مقاوم­تر هستند که این یافته ها، تأییدکننده دلیل مقاومت بیشتر ژنوتیپ­های S32 در برابر تنش خشکی است. القای فعالیت SOD، توانایی شناخته شده­ای برای گیاهان به منظور غلبه بر استرس اکسیداتیو از طریق تنظیم مجدد آنزیم­های آنتی­اکسیدان است(Alscher et al., 2002). بنابراین، بذور به عنوان منبع ژنتیکی، با افزایش قابل­توجه فعالیت SOD، ویژگی تحمل به خشکی را بهبود می­بخشند. برخی از پژوهش­های گذشته، مطابق با نتایج به دست آمده در این پژوهش، افزایش فعالیت APX را تحت کمبود آب در آفتابگردان گزارش کرده اند(Gunes et al.,2008). یکی از مهم­ترین سیگنال­های تحمل به خشکی، افزایش بیان SOD توأم با افزایش فعالیت آنزیم­های مهارکننده H2O2 نظیر APX است(McKersie et al., 1999). یافته­ها نشان داد، در تکرار آبیاری تحت شرایط 33­درصد، بذور از APX بیشتری برخوردار شدند. نتایج، مشخص نمود که S32، از طریق فعالیت بیشتر APX، بذوری با مقاومت بیشتر در برابر خشکی تولید نموده است.

کاتالاز نیز آنزیمی آنتی­اکسیدان است که در تنش­هاي شدید، از سلول­ها در مقابل پراکسید هیدروژن تولیـد شده، محافظت می­نماید(Wassmann et al., 2004). این آنزیم، پراکسید هیدروژن را تجزیه و به آب تبدیل می­کند و در مقاومت گیاه در برابر خشکی موثر است.

نتیجه­گیری نهایی

 این مطالعه تأیید کرد که بذر پنبه، برخی از مکانیسم­های فیزیولوژیکی را تحت کمبود متوسط آب(آبیاری 33­درصد ظرفیت زراعی مزرعه) در طی سه فصل متوالی تحریک نموده است. یافته­های این پژوهش نشان داد که شرایط دیم و آبیاری کامل، بذور با پتانسیل کمی تولید کردند. همان­طور که نتایج نشان داد، اسمولیت­ها و آنزیم­های آنتی­اکسیدان در توانایی جبران بذور S32 در برابر تنش آب، نقش اساسی را ایفا نمودند. ژنوتیپ S32، توانسته است با حفظ تعادل در منابع و تنظیم مکانیسم­های فیزیولوژیکی، سازگاری را در برابر آبیاری 33­درصد و 66­درصد ظرفیت زراعی ایجاد نماید. نتایج این تحقیق نشان داد که قرار گرفتن بذور در معرض تنش خفیف تا متوسط، باعث تقویت مسیرهای سیگنالینگ و افزایش پتانسیل بذور برای تحمل در برابر تنش خشکی می­شود که این موضوع می­تواند مورد توجه مراکز تکثیر بذر قرار گیرد. با عنایت به گسترش تنش خشکی، به نظر می­رسد، بذوری که قبلاً شرایط تنش را تجربه کرده باشند به دلیل تقویت ویژگی­های فیزیولوژیکی و تحمل بیشتر، از عملکرد بهتری برخوردار بوده و راندمان بالاتری دارند.

سپاسگزاری

بدین­وسیله از دانشگاه آزاد اسلامی واحد گرگان و موسسه تحقیقات پنبه ایران که زمینه انجام مطالعات آزمایشگاهی و مزرعه­ای این پژوهش را فراهم نمودند، قدردانی به عمل می­آید.

References:

Alscher, R.G., Erturk, N and Heath, L.S. (2002). Role of superoxide dismutases (SODs) in controlling oxidative stress. Journal of Experimental Botany. 53, 1331–1341.

Ashraf, M and Foolad, M.R. (2007). Role of glycine betaine and proline in improving plant abiotic stress resistance. Environ. Exp. Bot., 59: 206-216.

Ball, R.A., Oosterhuis, D.M and Mauromoustakos, A.(1994). Growth dynamics of the cotton plant during water-deficit stress. Agron. J. 86: 788-795.

Bates, S. (1973). Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant and Soil.39: 205–207.

Belhassen, E. (1996). Drought in higher plants: Genetical, Physiological and Molecular biological analysis. ENSAINRA SGAP, Montpellier, France. 152 p.

Chance, B and Maehly, A.C. (1955). Assay of catalase and peroxidase. Methods Enzymol. 2, 764-775.

Chastain, D.R., Snider, J.L., Collins, G.D., Perry, C.D., Whitaker, Jand Byrd, S.A. (2014). Water deficit in field-grown Gossypium hirsutum primarily limits net photosynthesis by decreasing stomatal conductance, increasing photorespiration, and increasing the ratio of dark respiration to gross photosynthesis. Journal of Plant Physiology, 171, 1576–1585.https://doi.org/10.1016/j.jplph.2014.07.014.

Dere, S., Gunes, T and Sivaci, R. (1998). Spectrophotometric determination of chlorophyll A, B and total carotenoid contents of some algae species using different solvents. Turk. J. Bot., 22: 13-17.

DeRidder, B.P and Salvucci, M. (2007). Modulation pf Rubisco activase gene expression during heat stress in cotton (Gossyoium hirsutum L.) involves posttranscriptional mechanisms. Plant Sci., 172: 246-252.

DeTar, W.R. (2008). Yield and growth characteristics for cotton under various irrigation regimes on sandy soil. Agric. Water Manage, 95: 69-76. Ennahl, I.S., and Earl, H. 2005. Physiological limitati on to photosynthetic carbon assimilation in cotton under water stress. Crop Sci. 45: 2374-2382.

Ennahl, I.S and Earl, H. (2005). Physiological limitati on to photosynthetic carbon assimilation in cotton under water stress. Crop Sci. 45: 2374-2382.

Fathi, D., Sohrabi, B and Koohek zadeh, M, (2011). Investigation of the effect of different irrigation water regimes and nitrogen fertilizer on yield and yield components of cotton In sprinkler and furrow irrigation methods. Electronic Journal of Crop Production. Volume 4, Number 1, Spring 2011. 61-74.

Ghorbani, N.GH, (2015). Yield and yield components of three cotton cultivars in sprinkler irrigation. Iranian Cotton Research Journal. Volume 3, Number 1, 2015. 69-83.

Giannopolitis, C.N and Ries, S.K. (1977). Superoxide dismutases I. Occurrence in higher plants. Plant Physiol. 59:309-314, 1977.

Greive, C.M and Grattan, S.R. (1983). Rapid assay for determination of water-soluble quaternary amino compounds. Plant Soil. 70: 303-307.

Gunes, A., Pilbeam, D., Inal, A and Coban, S. (2008). Influence of silicon on sunflower cultivars under drought stress, I: Growth, antioxidant mechanisms and lipid peroxidation. Commun. Soil Science & Plant Nutrition, 39: 1885–1903.

Hasegawa, P.M., Bressan, R.A., Zhu, J.K., and Bohnert, H.J. (2000). Plant cellular and molecular responses to high salinity. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 51: 463-499.

Hellman, H., Funk, Rentsch.D and Frommer, W.B. (2000). Hyper sensitivity of an Arabidopsis sugar signaling mutant toward exogenous praline application. Plant Physiol., 123: 779-790.

Izadpanah, M. and Calagari, M. (2014). Effects of drought on osmotic adjustment, antioxidant enzymes and pigments in wild Achillea tinctoria populations. Ethno-Pharmaceutical Products 1(2): 43-54.

Jagtap, V., Bhargava, S., Sterb, P and Feierabend, J. (1998). Comparative effect of water, heat and light stresses on photosynthetic reactions in Sorghum bicolor (L.) Moench. Journal of Experimental Botany 49: 1715-1721.

Jaleel, C., Manivannan, P., Wahid, A., Farooq, M., Somasundaram, R and Panneerselvam, R. (2009). Drought stress in plants: a review on morphological characteristics and pigments composition. International Journal of Agricultural Biology 11: 100-105.

Kar, M. and Mishra, D. (1975). Inorganic pyrophosphatase activity during rice leaf senescence. Can. J. Bot. 53: 503-510.

Kardavani, P. (2001). Drought and the ways to confront it in Iran, Tehran University Publications. pp: 5-23. (In Persian).

Lei, Y., Yin, C., et al. (2007). Effect of osmotic stress and sodium nitroprusside pretreatment on proline metabolism of wheat seedlings. Biologia Plantarum 51(2): 386-390.

Levitt, J. (1980). Stress terminology. In: N. C. Tuner and Kramer P. J. (eds), Adaptation of plants to water and high tempreture stress. Willey, New York. Pp 437-439.

Lichtenthaler, H.K. (1987). Chlorophylls and carotenoids: pigments of photosynthetic biomembranes. - Methods Enzymol. 148: 350- 382, 1987.

Makkar, H.P.S., Blummel, M., Borowy, N.K. and Becker, K. (1993). Gravimetric determination of tannins and their correlations with chemical and protein precipitation methods. Journal of Science and Food Agriculture 61: 161–165.

Masood, A., Shah, N.A., Zeeshan, M and Abraham, G. (2006). Differential response of antioxidant enzymes to salinity stress in two varieties of Azolla (Azolla pinnata and Azolla tilieuloides). Environ. Exp. Bot., 58: 216-222.

Massaci, A., Nabiev, S.M., Petrosanti, L., Nematov, S.K., Chernikova, T.N., Thor, K. and Leipner, J. (2008). Response of the photosynthetic apparatus of cotton (Gossypium hirsutum L.) to the onset of drought stress under field conditions studied by gas exchange analysis and chlorophyll fluorescence imaging. Plant Physiology and Biochemistry. 46: 189–195.

McKersie BD., Bowley SR and Jones KS. (1999). Winter Survival of Transgenic Alfalfa Overexpressing Superoxide Dismutase. Plant physiology 119(3):839-48.

Meloni, D.A., Oliva, M.A., Martinez, C.A., and Cambraia, J. (2003). Photosynthesis and activity of superoxide dismutase, peroxidase and glutathione reductase in cotton under salt stress. Environ. Exp. Bot. 49: 69-76.

Mittler, R. (2002). Oxidative stress, antioxidants and stress tolerance. Trends Plant Sci. 7: 405-410.

Mitysik, J., Alia, B and Mohanty, P. (2002). Molecular mechanism of quenching of reactive oxygen species by proline under stress in plants. Current Sci. 82:525-532.

Murthy, U.M.N., Liang, Y., Kumar, P.P and Sun, W.Q. (2002). Non-enzymatic protein modification by the Maillard reaction reduces the activities of scavenging enzymes in Vigna radiate. Plant Physiology. 115: 213-220.

Naderi, Z.R and Valizadeh, M. (2014). The effect of drought stress in tillering stage on the activity of glutathione reductase and ascorbate peroxidase enzymes of autumn wheat genotypes. Rainfed agriculture of Iran. 3(2): 127-139.

Nasibi, F and M-Kalantari, K.H. (2005). The effects of UV-a, UV-b and UV-c on protein and ascorbate content, lipid peroxidation and biosynthesis of screening compounds in Brassica Napus. Science & Technology.

Niu, J., Zhang, S., Liu, S., Ma, H., Chen, J., Shen, Q., Ge, C., Zhang, X., Pang, C and Zhao, X (2018) The compensation effects of physiology and yield in cotton after drought stress. Journal of Plant Physiology. 224–225, 30–48.

Papastylianou, Panayiota and Argyrokastritis, loannis. (2014). Effect of limited drip irrigation regime on yield, yield components, and fiber quality of cotton under Mediterranean conditions. Agricultural Water Management 142:127–134.

Pettigrew, W. (2001). Environmental effects on cotton fiber carbohydrate concentration and quality. Crop Sci. 41: 1108-1113.

Pettigrew, W.T. (2004). Moisture deficit effects on cotton lint yield, yield components and boll distribution. Agronomy Journal 96: 377-383.

Powell, J.P and Reinhard, S. (2016). Measuring the effects of extreme weather events on yields. Weather and Climate Extremes.Volume 12, June 2016, Pages 69-79.

Prasad, M.N.V. and Strzatka, K. (2002). Physiology and biochemistry of metal toxicity and tolerance in plants. Kluwer Academic Pub, Dordrecht. Pp: 432.

Rensburg, L.V and Kruger, G.H.J. (1994). Evaluation of components of oxidative stress metabolism for use in selection of drought tolerant cultivars of Nicotiana tabacum L. J. Plant Physiology 143: 730-737.

Resende, MLV., Nojosa, GBA., Cavalcanti,LS., Aguilar, MAG., Silva, LHCP., Perez, JO., Andrade, GCG., Carvalho, GA and Castro, RM. (2002). Induction of resistance in cocoa against Crinipellis perniciosa and Verticillium dahliae by acibenzolar-S-methyl (ASM). Plant Pathology 51, 621–8.

Sakihama, Y., Cohen, M. F., et al. (2002). Plant phenolic antioxidant and prooxidant activities: phenolics induced oxidative damage mediated by metals in plants. Toxicology 177(1): 67-80.

Semerci, A and Semerci, H. (2017). Morphological and physiological responses to drought stress of European provenances of Scots pine. European Journal of Forest Research 136(1): 91-104.

Sharma, S., Villamor, J.G and Verslues, P.E. (2011). Essential role of tissuespecific proline synthesis and catabolism in growth and redox balance at low water potential. Plant Physiology, 157, 292–304. https:// doi.org/10.1104/pp.111.183210.

Singh, C., Kumar, V., Prasad, I., Patil, V.R and Rajkumar, B.K. (2016). Response of upland cotton (G.hirsutum L.) genotypes to drought stress using drought tolerance indices. J. Crop Sci. and Biotech. 19(1): 53-59.

Sotiropoulos, T.F. (2007). Effect of NaCl and CaCl2 on growth and contents of minerals, chlorophyll, proline and sugars in the apple rootstock M4 cultured in vitro. Biol. Plantarum. 51: 177-180.

Trenberth, Kevin.E.,  Fasullo, John.T. and Shepherd,Theodore.G. (2015). Attribution of climate extreme events. Nature Climate Change volume 5, pages725–730(2015).

United Nations, Department of Economic and Social Affairs, and Population Division. (2015). World Population Prospects: The 2015 Revision, Key Findings and Advance Tables. Working Paper,No.ESA/P/WP.241.NewYork,NY:United Nations Department of Economic and Social Affairs.

Wang,H., Chen,Q., Liu, P and Zhang, H. (2013). Effect of drought during seedling stage on physiological traits, yield components and fiber quality of cotton. Xinjiang Agric. Sci., 50, 2172-2181.

Wassmann, S., Wassmann, K and Nickening, G. (2004). Modulation of oxidant
and antioxidant cells. Hypertension, 44(4): 381-386.

Yazar, A., Sezen, S.M and Sesveren, S. (2002). LEPA and trickle irrigation of cotton in the southeast Anatolia project (GAP) area in Turkey. Agric. Water Manage. 54: 189-203.

---