عملکرد سه رقم متحمل توتون هواخشک تحت تاثیر آلودگی به نماتد ریشه گرهی و عامل بیماری ساق سیاه در استان گلستان
محورهای موضوعی : دو فصلنامه تحقیقات بیماریهای گیاهیمرضیه شازده احمدی 1 , سید افشین سجادی 2
1 - مربی پژ‌وهش، مرکز تحقیقات و آموزش توتون تیرتاش، بهشهر، مازندران، ایران
2 - مربی پژ‌وهش، مرکز تحقیقات و آموزش توتون تیرتاش، بهشهر، مازندران، ایران
کلید واژه: ارقام متحمل, توتون هواخشک, عوامل بیماری‌زای خاکزی, عملکرد,
چکیده مقاله :
مهمترین عوامل بیماری‌زای خاکزی توتون شامل قارچ‌های بیماری‌زای خاکزی و نماتدهای ریشه گرهی در تمام نقاط دنیا پراکنده بوده و موجب وارد آمدن خسارت اقتصادی فراوان به توتون میگردند. موثرترین روش مدیریت این عوامل بیماری‌زا، استفاده از ارقام مقاوم می‌باشد. این تحقیق به منظور عملکرد کمی و کیفی ارقام متحمل توتون هواخشک به نماتد ریشه گرهی و عامل بیماری ساق سیاه توتون جهت معرفی رقم برتر در شرایط آلودگی طبیعی مزرعه در استان گلستان طی سال‌های 94-1393 با چهار تیمار و سه تکرار اجرا شد. سه رقم متحمل توتون هواخشک، شامل K17، Burley Geel 3 و BCE به همراه بارلی 21 (به عنوان شاهد حساس) در کرت‌هایی به ابعاد 8 × 5 متر مربع در قالب طرح بلوک‌های کامل تصادفی به صورت کرتهای جفت شده در مزرعه‌ای با شرایط آلودگی طبیعی در روستای والشآباد گرگان کشت شد. ارزیابی بیماری کرت‌ها از نظر آلودگی به قارچ عامل ساق سیاه توتون بر اساس روش ون جارسولد و همکاران با استفاده از شاخص 1 تا 5، به صورت هفتگی انجام شد. در چین‌های مختلف و در انتهای دوره رشد، صفات مورفولوژیک مانند طول، عرض و تعداد برگ و ارتفاع بوته اندازهگیری شد. ارزیابی مقاومت ارقام نسبت به نماتد ریشه‌گرهی بر اساس شاخص گال، تعداد توده تخم و متوسط تخم توده در انتهای فصل زراعی بر اساس نمره دهی 10- 0 انجام شد. صفات زراعی، عملکردی و کیفی مهم اندازهگیری شدند. مقایسه میانگین صفات کیفی نشان داد که رقم BCE دارای بیشترین و رقم بارلی 21 دارای کمترین مقدار نیکوتین بود. رقم BCE دارای بیشترین و رقم K17 دارای کمترین میزان پتاسیم بود. از نظر مقدار ازت، رقم بارلی 21 دارای بیشترین و رقم Burley Geel3 دارای کمترین بود. نتایج حاصل از تجزیه واریانس دادهها نشان داد که واکنش ارقام به نماتد ریشه گرهی و عامل ساق سیاه توتون در سطح احتمال 1 یا 5 درصد به طور معنی دار متفاوت بود. از نظر همه صفات زراعی و عملکردی و شاخص‌های ارزیابی بیماری، رقم BCE به عنوان رقم برتر شناخته شده وکمترین میزان بیماری و درصد آلودگی را دارا بود، ولی رقم شاهد (Burley 21) پایین‌تر از سایر ارقام بوده و بیشترین درصد آلودگی را داشت.
Soil-borne fungi and root-knot nematodes are distributed all over the world and cause great economic loss to tobacco. The best managing method to these diseases is using resistant cultivars. This research was performed to determine the effect of black shank and root-knot nematode on quality and yield of tolerant air-cured tobacco cultivars in Golestan province during 2014-2015 with 4 treatments and 3 replications. Three tolerant (K17, Burley Geel3 and BCE) and a susceptible tobacco cultivar (Burley 21 as control) were planted and grown on 5 × 8 m2 plots in a randomized complete block design (RCBD) as coupled plots in a field that was naturally infested with both pathogens in Valeshabad village of Gorgan. Black shank (Phytophthora nicotianae) severity on tobacco plants was determined weekly based on 1 to 5 index. Evaluation of root-knot nematode infection was performed based on gall index (0-10 scoring system), number of egg masses, and average number of eggs per egg mass at the end of season. Important morphological, agronomical and qualitative traits were determined. Mean comparison of qualitative traits showed that in the terms of nicotine content, BCE had the highest and Burley 21 had the lowest amount. For potassium level, BCE had the highest and K17 had the lowest amount. For total nitrogen, Burley 21 had the highest and Burley Geel3 had the lowest content. Reaction of air-cured tobacco varieties to soil-borne pathogenic agents showed significant differences at P≤1% or 5%. In terms of all agronomic traits, yield and disease amount, BCE cultivar was superior and showed lowest disease incidence and infection percent. The susceptible control cultivar (Burley 21) showed the highest rate of infection to soil-borne diseases and was the poorest in agronomic traits and yield.
References
Ahmadi R, and Mortazavi Bac A. 2005. Reaction of some tomato cultivars to root – knot nematode (Meloidogyne javanica). Iranian Journal of Plant Pathology 41 (3): 403–414.
Abdel-Momen SA and Starr JL. 1998. Meloidogyne javanica-Rhizoctonia Solani disease complex of peanut. Fundamental and Applied Nematology 21: 611–616.
Back MA, Haydock PJ and Jenkinson P. 2002. Disease complexes involving plant parasitic nematodes and soil-borne pathogens. Plant Pathology 51: 683–697.
Chaplin JF. 1966. Comparative performance of F1 Flue-cured tobacco hybrids and their parents and evaluation agronomic and quality characteristics. Tobacco science Journal 10: 126–130.
Coolen WA. 1979. Methods for the extraction of Meloidogyne spp. and other nematodes from roots and soil. pp. 317–329, In F Lamberti and CE Taylor (eds). Root-Knot Nematodes (Meloidogyne species) Systematics, Biology and Control. New York: Academic Press.
Colin K and Powell NT. 1971. The Rhizoctonia–Meloidogyne disease complex in flue-cured tobacco. Journal of Nematology 3: 110–117.
De Beer MC and Terblanche J. 2011. Black shank resistance in air-cured tobacco South Africa. Paper presented at: CORESTA Agronomy / Phytopathology Joint Study Group Meeting; 6–10 November; Santiago, Chile.
Ganaie MA and Khan TA. 2011. Studies on the interactive effect of Meloidogyne incognita and Fusarium Solani on Lycopersicon esculentum, Mill. International Journal of Botany 7(2): 205–208.
Hosseini A, Moarefzadeh N and Salavati MR. 2010. Evaluation of Burley tobacco varieties to root-knot nematode (Meloidogyne incognita). Annual Report of Tirtash Tobacco Research & Education Center.
Honarnejad R. 2000. Investigation on genetics of resistance to root-knot nematode (Meloidogyne incognita) in tobacco (Nicotiana tabacum). Contributions to Tobacco Research 19(1): 17–23 (In Persian).
Jenkins, WR. 1964. A rapid centrifugal-flotation technique for separating nematodes from soil. Plant Disease Reporter 48: 692.
Johnson CS and Reed TD. 2010. Impact of resistance associated with php gene on management of tobacco black shank and tobacco cyst nematode in Virginia. Paper presented at: CORESTA Congress; 12 – 16 September; Edinbargh, Scotland, UK.
Lannon KR, Lewis RS and Shew HD. 2012. Quantifying components of resistance to Phytophthora nicotianae in tobacco double haploid lines possessing a novel source of resistance. Crop Science 55: 210–218.
Lucas G B. 1975. Disease of Tobacco, 3rd ed. Releight: Biological Consulting Associates. 621 p.
Mai WF and Abawi GS. 1987. Interactions among root-knot nematodes and Fusarium wilt fungi on host Plants. Phytopathology 72: 317–338.
Porter DM and Powell NT. 1967. Influence of certain Meloidogyne species on Fusarium wilt development in flue-cured tobacco. Phytopathology 57: 282–285.
Powell NT, Melendez PL and Batten CK. 1971. Disease complexes in tobacco involving Meloidogyne incognita and certain soil-borne fungi. Phytopathology 61(2): 1332–1337.
Powell NT.1971. Interactions between Nematodes and fungi in disease complexes. Annual Review of Phytopathology 9(1): 253–274.
Powell NT. 1963. The role of plant-parasitic nematodes in fungus diseases. Phytopathology 53(1): 28–35.
Powell NT and Batten CK. 1967. The influence of Meloidogyne incognita on Rhizoctonia root rot in tobacco. Phytopathology 57: 826 (Abstract).
Sajjadi A, Assemi H, Salavati MR and Alizadegan M. 2012. Evaluation of some of flue-cured tobacco varieties to soil-borne fungi and root-knot nematodes. Annual report of Tirtash tobacco research & education center.
Sajjadi A, Afshariazad H, Assemi H and Najafi MR. 2011. Identification of soil pathogenic fungi of tobacco fields in Golestan province. Paper presented at: 20th Iranian plant protection congress; 26–29 August; Shiraz, Iran.
Sajjadi A, Hosseininejad A and Assemi H. 2014. Identification and Physiological races of root-knot nematode species (Meloidogyne spp.) in the tobacco fields in Golestan province of Iran. Applied Plant Protection 1: 233– 248 (In Persian).
Sasser JN, Lucas GB and Powers HR. 1955. The relationship of root knot nematodes to black shank resistance in tobacco. Phytopatology 45: 459–461.
Shepherd JA. 1999. Nematode pests of tobacco. pp: 216–227, In DL Davis and MT Nielsen (eds). Tobacco Production Chemistry and Technology. Oxford: Blackwell Science.
Shengfu Y, Shew HD and Barker KR. 1994. Interaction of Meloidogyne incognita, Phytophthora nicotianae var. nicotianae and Metalaxyl on resistant and susceptible tobacco. Journal of Nematology 26(4): 538–571.
Tisdale WB. 1931. Development of strains of cigar wrapper tobacco resistant to black shank (phytophthora nicotianae Breda de Haan). Stations Bulletin 226: 1–45.
Van Jaarsveld E, Wingfield MJ and Drenth A. 2003. A rapid seedling based screening technique to assay tobacco for resistance to Phytophthora nicotianae. Journal of Phytopathology 151: 394–398.
Vovlas N, Mifsud D, Landa BB and Castillo P. 2005. Pathogenicity of the root-knot nematode Meloidogyne javanica on potato. Plant Pathology 54: 657–664.
Vovlas N, Simoes NJO and Sasanellia N. 2004. Host-Parasite relationships in tobacco plants infected with a root-knot nematode (Meloidogyne incognita) population from the Azores. Phytoparasitica 32: 167–173.
Zali A and Jafari Shabestari J. 1991. Introduction to Probability and Statistics. Tehran: Tehran University Publication. 474 p.
Zeck WM. 1971. A rating scheme for field evaluation of root knot nematode infestations. Pflanzenschutz-Nachrichten Bayer 24: 141–144.
_||_
