تاثیر غلظت‌های مختلف نیترات پتاسیم بر خصوصیات فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی ذرت (Zea mays L.) تحت شرایط تنش شوری

محورهای موضوعی : فیزیولوژی و متابولیسم بذر

هما زارعی ¹ , محمد صدقی ² , سلیم فرزانه ³ , هانیه سعادت ⁴

1 - دانش آموخته کارشناسی‌ارشد علوم و تکنولوژی بذر دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران
2 - استاد گروه علوم و مهندسی تولید و ژنتیک گیاهی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران.
3 - دانشیار گروه تولید و ژنتیک گیاهی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران
4 - دانش آموخته دکتری اکولوژی گیاهان زراعی دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران

تاریخ دریافت : 1402/09/22 تاریخ پذیرش : 1403/02/02 تاریخ انتشار : 1403/06/20

کلید واژه: آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانت, پرایمینگ, کلرید سدیم, نیترات پتاسیم,

چکیده مقاله :

به‌منظور بررسی اثر پرایمینگ با غلظت‌های مختلف نیترات پتاسیم بر روی خصوصیات فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی ذرت تحت تنش شوری، آزمایشی به‌صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملا تصادفی در سه تکرار در دانشگاه محقق اردبیلی در سال 1401 اجرا گردید. تیمارها شامل سه سطح مختلف شوری با غلظت‌های صفر، 100 و ۲۰۰ میلی‌مولار و سطوح مختلف محلول نیترات پتاسیم با غلظت‌های صفر، 5/1 و ۳ درصد بود. نتایج نشان داد که بیشترین درصد جوانه‌زنی، سرعت جوانه‌زنی، یکنواختی جوانه‌زنی، طول ریشه‌چه و ساقه‌چه، وزن تر و خشک ریشه‌چه و ساقه‌چه در پرایمینگ با نیترات پتاسیم 3 درصد و بدون شوری حاصل شد. میانگین مدت جوانه‌زنی 53 درصد نسبت به شاهد کاهش نشان داد. فعالیت آنزیم‌های کاتالاز، پراکسیداز و سوپراکسیددیسمیوتاز در پرایمینگ با نیترات پتاسیم 3 درصد و شوری 200 میلی‌مولار نسبت به شاهد به‌ترتیب 56، 68 و 67 درصد افزایش نشان دادند. شوری موجب کاهش فعالیت آنزیم آمیلاز شد، ولی پرایمینگ با نیترات پتاسیم فعالیت این آنزیم را افزایش داد. محتوای کل پروتئین بذر در پیش تیمار نیترات پتاسیم 3 درصد و بدون شوری حدود 63 درصد افزایش داشت. به‌طور کلی، پرایمینگ با محلول نیترات پتاسیم 3 درصد را می‌توان به‌عنوان مناسب‌ترین تیمار برای بهبود خصوصیات فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی ذرت تحت تنش شوری در نظر گرفت.

چکیده انگلیسی:

In order to investigate the effect of different concentrations of KNO3 on physiological and biochemical properties of maize (Zea mays L.) under salinity stress a factorial experiment was conducted based on completely randomized design at the University of Mohaghegh Ardabili in 2021. Treatments included three salinity levels (0, 100 and 200 Mm) and three KNO3 levels (0, 1.5 and 3%). The results showed that the highest germination percentage (GP), germination rate (GR), germination uniformity (GU), radicle and plumule length (RL and PL) and radicle fresh and dry weight (RFW and RDW) was related to priming with KNO3 3% and without salinity. Mean of germination time (MGT) compared to the control showed a reduction about 53%. The activity of catalase, peroxidase and superoxide dismutase enzymes in priming with KNO3 3% and 200 mM salinity compared to the control showed an increase about 56, 68 and 67%, respectively. Salinity decreased the activity of amylase, but priming with KNO3 increased the activity of this enzyme. The total seed protein content in KNO3 3% pretreatment and without salinity was increased about 63%. In general, priming with KNO3 3% solution can be considered as the best treatment to improve the physiological and biochemical properties of corn under salinity stress.

منابع و مأخذ:

Aebi, H. 1984. Catalase in vitro. Methods of Enzymology.105: 121-126
Aghighi Shahverdi, M. and Omidi, H. 2016. Effect of hormone priming and hydro priming on Stevia (Stevia rebaudiana Bertoni) seed germination under salt stress. Iran. J. Seed Sci. Res. 3(2): 97-108
Ahmadi, K., Shojaeeyan, A., Omidi, O., Amini Dehaghi, M. and Azadbakht, F. 2022. The effect of salicylic acid and potassium nitrate on germination characteristics, photosynthetic pigments and seedling proline seedlings of two safflower cultivars under salinity stress, Environ. Stresses in Crop Sci. 15(1): 247-257
Alivand, R., Tavakkol Afshari, R. and Sharifzadeh, F. 2011. Effects of gibberellin, salicylic acid, and ascorbic acid on improvement of germination characteristics of deteriorated seeds of Brassica napus. Iran. J. Field Crop Sci. 439: 561-571
Arab, R., Yadavi, A., Balouchi, H. and Khadem hamzeh, H. 2018. The effect of irrigation interval and iron and zinc foliar application on some morpho-physiological characteristics and yield of sunflower. J. Crop Produc. 11(2): 77-90
Argerich, C. A., Bradford, K. J. and Tarquis, M. 1989. The effects of priming and ageing on resistance of tomato seeds to deterioration. J. Exp. Bot. 10: 35–42
Arzani, A. and Ashraf, M. 2016. Smart engineering of genetic resources for enhanced salinity tolerance in crop plants. Critical Rev. Plant Sci. 35: 146-189
Bahmani, M., Rahimi, D., Sadeghipour, A. and Kartuly Nezhad, D. 2016. Effects of priming with different concentrations of potassium salt on seed germination and vigor indices of (Capparis cartilaginea). J. Rangeland. 10(2): 180-190
Bakht, J., Shafi, Y., Jamal, Y. and Sher, H. 2011. Response of maize (Zea mays L.) to seed priming with NaCl and salinity stress. Span. J. Agri. Res. 9(1): 252-261
Bradford, M. M. 1976. Arapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein day binding. Anal. Bioch. 72: 248-254.
Chaoui, A. and Ferjani, E. 2005. Effects of cadmium and copper on antioxidant capacities, lignification and auxin degradiation in leaves of Pea (Pisium sativum L.) seedlings. Comptes Rendus Biologies. 328: 23-31
Chaudhary, D. P., Kumar, S. and Singh, S. 2014. Maize: Nutrition Dynamics and Novel Use. Springer Publication, New York.
Chen, K., Fessehaie, A. and Arora, R. 2012. Dehydrin metabolism is altered during seed Osmopriming and subsequent germination under chilling and desiccation in Spinacia oleracea L. cv. Bloomsdale: possible role in stress tolerance. Plant Sci.183: 27-36
Cheong, J. J. and Do Choi, Y. 2003. Methyl jasmonate as a vital substance in plants. Trends in Genetics 19(7): 409-413
Doman, D. C., Walker J. C., Trelease, R. N. and Moore, B. D. 1982. Metabolism of
carbohydrate and lipid reserves in germinated cotton seeds. Planta. 155(6): 502-510
Donaldson, E., Schillinger, W. F. and Dofing, S. M. 2001. Straw production and grain yield relationships in winter wheat. Crop Sci. 41(1): 100-106
Farhoudi, R. 2018. Effect of seed halopriming on germination and seedling physiological characteristics of wheat (Triticum aestivum) cultivars Niknijad and Qods under salt stress condition. Iran. J. Seed Sci. Res. 5(1): 95-107
Giannopolitis, C. N. and Ries, S. K. 1977. Suoeroxide dismutase. I. Occurrence in higher plants. J. Plant Physiol. 59: 309-314
Gomes, D. G., Pelegrino, M.T., Ferreira, A. S., Bazzo, H. B., Zucareli, C., Seabra, A. B. and Oliveira, H.C. 2021. Seed priming with copper-loaded chitosan nanoparticles promotes early growth and enzymatic antioxidant defense of maize (Zea mays L.) seedlings. Chem. Technol. and Biot. 96(8): 2176-2184
Hasani, Z., Amraie, N., Ahmadi, K. and Omidi, H. 2021. Effect of priming on seed germination and morpho-physiological traits of Portulacaoleracea L. under salinity stress. Iran. J. Seed Sci. Res. 8(3): 293-310
Jafarian, E., Yadegari, M. and Irani Pour, R. 2019. The effect of seed priming of Purslane
(Portulaca oleracea L.) with salicylate under chromium and lead contamination. J.
Iran. Plant Ecophysiol. Res.14(53):74-89
Kato-Noguchi, H. and Macias, F. A. 2008. Inhibition of germination and α-amylase induction by 6- methoxy- 2-benzoxazolinone in twelve plant species. Biol. Plantaum, 52: 351-354.
Kaur, S., Gupta, A.K. and kaur, N. 2005. Seed priming increase crop yield possibly by modulating enzymes of sucrose metabolism in chickpea. J. Agron. Crop Sci. 191:81-87
Khoraki, M. and Farhoudi, R. 2021. Effect of halopriming on germination and seedling growth of single cross 704 corn seeds under salinity stress condition. Iran. J. Seed Sci. Res. 7(4): 447-461
MacAdam, J. W., Nelson, R. and Sharp, E. 1992. Peroxidase activity in the leaf elongation zone of tall fescue. Plant Physiol. 99: 872-878
Madadi, M., Khamari, S., Javadi, A. and Sofalian, A. 2014. The effect of priming with calcium nitrate and zinc oxide on seed germination and seedling growth under salt stress. J. Plant Proc. Fun. 5(15): 179- 169
Madady, M., Khomari, S., Javadi, A. and Sofalian, A. 2016. The effect of priming with calcium nitrate and zinc oxide on seed germination and seedling growth of corncockle under salinity stress, J. Plant Proc. Fun. 5(15): 169-179.
Mansouri Gandomani, V., Omidi, H. and Bostani, A. A. 2019. Study on effects of pretreatment nanoparticle silicon dioxide (SiO2) on seed germination and biochemical indicate of soybean (Glycine max L.) cultivars Williams under salinity. Iran. J. Seed Sci. 6(3): 299-315.
Miransari, M. and Smith, D. L. 2009. Rhizobial lipo-chitooligosaccharides and gibberellins enhance barley (Hoedum vulgare L.) seed germination. Biotechnol. 8: 270–275.
Murgan, K. and Harish, S. R. 2007. Antioxidant modulation in response to heavy
metal induced Oxidative stress in Chodophora glomerata. Indian J. Exp. Biol. 45: 980-983.
Nair, A. S., Abraham, T. and Jaya, D. 2008. Studies on the changes in lipid peroxidation and antioxidants in drought stress induced cowpea (Vigna unguiculata L.) varieties. J. Environ. Biol. 29: 689-691.
Nakabayashi, R. and Saito, K. 2015. Integrated metabolomics for abioticstress responses in plants. Curr. Opin. Plant Biol. 24: 6-10
Nascimento, W. M. and Aragao, F. A. S. 2004. Muskmelon seed priming in relation to seed vigor. Sci. Agricola. 61(1):114-117.
Omidi, H., Soroushzadeh, A., Salehi, A. and Ghezeli, F. 2005. Evaluation of priming pretreatments on germination rapeseed. Agri. Sci. Technol. 19(2): 1-10
Parvin, S., Lee, O. R., Sathiyaraj, G., Khoralragchaa, A., Kim, Y. J., Miah, M. J. and
Rahimi, D., Sadeghipour, A. and Kartooli Nejad D. 2016. Effects of priming with different concentrations of potassium nitrate salt on seed germination and vigor indices of Capparis cartilaginea. J. Rangel. 10(2): 180-190
Rajabi Dehnavi, A., Zahedi, M. and Ludwiczak, A. 2021. Effect of salinity on seed germination and seedling development of sorghum (Sorghumbicolor (L.) Moench) genotypes. Agronomy. 10(859):2-15.
Ranjan, R., Bohra, S. P. and Jeet, A. M. 2001. Book of Plant Senescence. Jodhpur, Agrobios New York. P 18-42
Saadat, H., Sedghi, M., Seyed Sharifi, R. and Farzaneh, S. 2023a. Effect of chitosan on germination indices of common bean (Phaseolus vulgaris) (cv. Sedri) seeds under salt stress. Iranian J. Seed Res. 9(2): 10
Saadat. H., Soltani, E. and Sedghi, M. 2023b. The effect of seed priming with chitosan on germination characteristics and activity of antioxidant enzymes in rice seedlings (Oryza Sativa L.) under salinity stress. Plant Pro. Fun. 12(54): 15
Saadat, H., Sedghi, M., Seyed Sharifi, R. and Farzaneh, S. 2023c. The Effect of Priming with Different Levels of Chitosan on Physiological and Biochemical Traits in French Bean (Phaseolus vulgaris L.) Under Salinity Stress. Phant Pro. Technol. 14(2):75-89
Safari Saatlu, M., Najat Zadeh, F. and Taghavi Tabat, R. 2015. The effect of priming on improving seed germination of Barley 21 cultivar with polyethylene glycol under salinity stress. New cellular and molecular Biotechnol. J. 6(21): 41-47
Safarnejad, A. and Hamidi, H. 2008. Study of morphological characters of Foeniculum vulgare under salt stress. Iran. J. Rangelands Forests Plant Breeding and Genetic Res. 16(1): 125-140
Seyedi, S. M. 2021. Effects of Potassium Nitrate on Germination Characteristics and Early Growth of Sunflower under Salinity and Drought Stresses, Iran. Sci. Res. J. Agri. plant breeding. 1(16): 55-64
Shahbazi, A. and Golkar, P. 2016. Effects of Salt Stress on antioxidants activity and seedling traits of Safflower (Carthamus tinctorius L.) Genotypes. J. Plant Proc. Fun. 4(14): 93-104
Shekari, F., Baljani, R., Saba, J., Afsahi, K. and. Shekari, F. 2010. Effect of seed priming with salicylic acid on growth characterisics of borage (Borago officinalis) plants seedlings. J. New Agri. Sci. 6(18): 47-53
Shen, J., Guo, M., Wang, Y., Yuan, X., Wen, Y., Song, X. and Guo, P. 2020. Humic acid improves the physiological and photosynthetic characteristics of millet seedlings under drought stress. Plant Signal. Beh.15(8): 1774212
Siami, R. 2010. Corn production technology. Sepehr press. P 187
Soltani, A., Galeshi, S., Zeinali, E. and Latifi, N. 2001. Genetic variation for and
interrelationships among seed vigor traits in wheat from the Caspian Sea voasts of Iran. Seed Sci. Technol. 29: 653-662
Soltani, E., Akram-Ghaderi, F. and Maemar, H. 2008. The effect of priming on germination components and seedling growth of cotton seeds under drought. J. Agri. Sci. Natural Res. 14(5): 9-16
Vitoria, A. P., Lea, P. J. and Azevedo, R. A. 2001. Antioxidant enzymes responses to cadmium in radishtissues. Phytochemistry. 57: 701-710.
Wu, X., Liu, H., Wang, W., Chen, S., Hu, X. and Li, C. 2011. Proteomic analysis of seed viability in Maize. Acta Physiol. Planta. 33(1):181-191.
Yamaguchi, T. and Blumwald, E. 2005. Developing salt-tolerant crop plants: challenges and opportunities. Trends in Plant Sci.10: 12-22.

متن کامل:



تاثیر غلظت‌های مختلف نیترات پتاسیم بر خصوصیات فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی ذرت (Zea mays L.) تحت شرایط تنش شوری

هما زارعی1، محمد صدقی2*، سلیم فرزانه3، هانیه سعادت4

1-       دانش­آموخته کارشناسی ارشد علوم و تکنولوژی بذر دانشگاه محقق اردبیلی [e-mail]

2-       استاد گروه تولید و ژنتیک گیاهی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران، * مسوول مکاتبات [e-mail]

3-       دانشیار گروه تولید و ژنتیک گیاهی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران [e-mail]

4-       دانش­آموخته دکتری اکولوژی گیاهان زراعی دانشگاه محقق اردبیلی [e-mail]

چكيده

به‌منظور بررسی اثر پرایمینگ با غلظت‌های مختلف نیترات پتاسیم بر روی خصوصیات فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی ذرت تحت تنش شوری، آزمایشی به‌صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملا تصادفی در سه تکرار در دانشگاه محقق اردبیلی در سال 1401 اجرا گردید. تیمارها شامل سه سطح مختلف شوری با غلظت­های صفر، 100 و ۲۰۰ میلی‌مولار و سطوح مختلف محلول نیترات پتاسیم با غلظت­های صفر، 5/1 و ۳ درصد بود. نتایج نشان داد که بیشترین درصد جوانه‌زنی، سرعت جوانه‌زنی، یکنواختی جوانه‌زنی، طول ریشه‌چه و ساقه‌چه، وزن تر و خشک ریشه‌چه و ساقه‌چه در پرایمینگ با نیترات پتاسیم 3 درصد و بدون شوری حاصل شد. میانگین مدت جوانه‌زنی 53 درصد نسبت به شاهد کاهش نشان داد. فعالیت آنزیم‌های کاتالاز، پراکسیداز و سوپراکسیددیسمیوتاز در پرایمینگ با نیترات پتاسیم 3 درصد و شوری 200 میلی‌مولار نسبت به شاهد به‌ترتیب 56، 68 و 67 درصد افزایش نشان دادند. شوری موجب کاهش فعالیت آنزیم آمیلاز شد، ولی پرایمینگ با نیترات پتاسیم فعالیت این آنزیم را افزایش داد. محتوای کل پروتئین بذر در پیش تیمار نیترات پتاسیم 3 درصد و بدون شوری حدود 63 درصد افزایش داشت. به‌طور کلی، پرایمینگ با محلول نیترات پتاسیم 3 درصد را می‌توان به‌عنوان مناسب‌ترین تیمار برای بهبود خصوصیات فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی ذرت تحت تنش شوری در نظر گرفت.

وازه‌های کلیدی: آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانت، پرایمینگ، کلرید سدیم، نیترات پتاسیم

مقدمه

‌ذرت (Zea mays L.) به‌دليل ويژگي‌هاي بسيار زياد، به‌ويژه قدرت سازگاري با شرايط اقليمي گوناگون، به سرعت در تمام دنيا گسترش يافته و جايگاه سوم را بعد از گندم و برنج از نظر سطح زير كشت به خود اختصاص داده است (Pourmirza et al., 2007). این گیاه يكي از مهم‌ترين گياهان زراعي است كه به‌عنوان غذا، علوفه و مصارف صنعتي مورد استفاده قرار مي‌گيرد ((Siami, 2010. ذرت یکی از محبوب‌ترین سبزیجات در کشورهای آمریکایی و کاناداست. علاقه به آن در هندوستان و دیگر کشورهای آسیایی رو به افزایش است (Chaudhary et al., 2014). 

تنش‌های محیطی تهدیدی جدی در مسیر تولید محصولات کشاورزی محسوب می‌شوند و از مهم‌ترین آن‌ها می‌توان به شوری، اشاره کرد (Nakabayashi and Saito, 2015). تنش شوري اثرهاي سوء فيزيولوژيك، بيوشيميايي و در نهايت اقتصادي بر گياهان زراعي دارد و يكي از مشكلات اساسي در كشاورزي است (Yamaguchi and Blumwald, 2005). تنش شوری موجب سمیت یونی، تنش اسمزی و کمبود عناصر معدنی می‌شود. اثر عمده شوری در بازدارندگی رشد عمدتاً از طریق کم شدن پتانسیل آب در محیط ریشه، تجمع یون‌های عمده عامل شوری و بر هم زدن تعادل تغذیه‌ای گیاه بوده که منجر به تغییرات مورفولوژیک، فیزیولوژیک و متابولیسمی می‌شود (Parvin et al., 2012). شوری با کاهش جذب آب، روند جوانه‌زنی را تحت تأثیر قرار می‌دهد (Rajabi Dehnavi et al., 2020). شوری با افزایش فشار اسمزی، سمیت یونی سلول‌های گیاه مخصوصا یون‌های سدیم و کلر، تنش اکیسداتیو و اختلال در نظام تغذیه‌ای گیاه سبب کاهش رشد و عملکرد گیاهان زراعی می‌شود (Arzani and Ashraf, 2016). گزارش شده است که شوری سبب اختلال در فرآیند جوانه‌زنی، كاهش سرعت جوانه‌زنی و كاهش رشد گیاهچه می‌شود (Bakht et al., 2011).

پرایمینگ بذر تکنیکی است که به‌واسطه آن بذور قبل از قرارگرفتن در بستر خود و مواجهه با شرایط اکولوژیکی، به لحاظ فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی آمادگی جوانه‌زنی را به دست می‌آورند (Nascimento and Aragao, 2004). پرایمینگ بذر به دلایل مختلف مانند كاهش زمان لازم برای جذب آب، فعا‌ل‌سازی آنزیم‌های جوانه‌زنی و بهبود كاركرد آنزیم‌های آنتی‌اكسیدانت سبب تسریع در جوانه‌زنی در شرایط تنش می‌شود (Miransari and Smith, 2014; Farhoudi, 2018). از اثرات پرایمینگ بر جوانه‌زنی بذر می‌توان به افزایش فعالیت‌های متابولیک شامل: سنتز اسیدهای نوکلئیک، پروتئین‌ها، سنتز و فعال‌سازی آنزیم‌های هیدرولیزکننده و انتقال ذخایر بذر به جنین و القای سازوکارهای بیوشیمیایی ترمیم و بازسازی سلول اشاره کرد (Safari Saatlu et al., 2015; Bahmani et al., 2016). پرایمینگ بذر با نیترات پتاسیم درصد جوانه‌زنی ، طول ریشه‌چه، ساقه‌چه، وزن تر و خشک ریشه‌چه و ساقه‌چه، وزن تر و خشک گیاه‌چه و محتوای آنزیم آمیلاز و پروتئین گیاهچه بذرهای جوانه‌زده در گیاهان مختلف تحت شرایط تنش شوری افزایش داده است (Hasani et al., 2021; Jafarian et al., 2019). پرایمینگ موجب کاهش اثرات سوء تنش شوری و باعث بهبود صفات فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی در گیاهان مختلف می‌شود (Saadat et al., 2023a; Saadat et al. 2023b). گزارش­ها نشان داده است که تنش شوری موجب كاهش درصد جوانه‌زنی و رشد گیاهچه، فعالیت آنزیم آلفا آمیلاز و پایداری غشای سلولی گیاهچه ذرت شده و پرایمینگ با نیترات پتاسیم تاثیر مثبتی بر درصد جوانه‌زنی، طول گیاهچه و فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اكسیدانت در شرایط تنش شوری داشت (Khoraki and Farhoudi, 2021). هم‌چنین، تنش شوری موجب تغییر در فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اكسیدانت می­شود، ولی تیمار با نیترات پتاسیم سبب بهبود آن‌ها گردیده است (Farhoudi, 2018). پرایمینگ با افزایش فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانت مانند سوپراکسید دیسمیوتاز و کاتالاز اثرات تنش شوری را کاهش داده و شرایط جوانه‌زنی و استقرار گیاهچه را بهبود می‌بخشد (Saadat et al., 2023b). 

هدف از انجام این تحقیق، بررسی ویژگی‌های فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی در واکنش به تنش شوری و نقش پرایمینگ بذر با نیترات پتاسیم در رفتار جوانه‌زنی ذرت بود.

 

مواد و روش ها

به‌منظور بررسی اثر پرایمینگ با غلظت‌های مختلف نیترات پتاسیم بر خصوصیات فیزیولوژیکی و بیوشیمایی ذرت تحت تنش شوری، آزمایشی به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملا تصادفی در سه تکرار 25 بذری در دانشگاه محقق اردبیلی در سال 1401 اجرا گردید. تیمارها شامل سه سطح مختلف شوری با غلظت­های صفر، 100 و ۲۰۰ میلی‌مولار و سطوح مختلف محلول نیترات پتاسیم با غلظت­های صفر، 5/1 و ۳ درصد بود. ماده گیاهی، بذر ذرت هیبرید سینگل کراس 704 از جمعیت شهرستان سمیرم تولید سال 1400 بود که از شرکت پاکان بذر اصفهان تهیه شد. ابتدا بذرها درون محلول‌های نیتروژنی و آب مقطر به‌مدت 16 ساعت غوطه‌ور شدند. بعد از پرایمینگ، بذرها به‌وسیله آب مقطر شستشو شدند و در دمای آزمایشگاه خشک گردیدند. آزمون جوانه‌زنی به مدت 8 روز به روش پتری دیش در 4 تکرار 100 بذري (کشت بین کاغذ صافی) در دماي 25 درجه سانتی‌گراد در داخل ژرمیناتور انجام گرفت (ISTA, 2017). شمارش بذرها یک روز بعد از انتقال بذرها به محیط‌هاي کشت شروع شد و تا ثابت شدن جوانه‌زنی (8 روز) پس از کاشت ادامه یافت. به هر پتری جهت ایجاد تنش شوری به میزان 5 میلی‌لیتر محلول شوری اضافه شد. برای خشک کردن ریشه‌چه و ساقه‌چه، نمونه‌ها در آون با دمای 72 درجه سانتی‌گراد قرار گرفتند. 

صفت سرعت و یکنواختی جوانه‌زنی با استفاده از برنامه  Germinمحاسبه شد (Soltani et al., 2001). اين برنامه براي محاسبه سرعت و يكنواختي جوانه‌زني، ابتدا منحني جوانه‌زني تجمعي هر تكرار در مقابل زمان (برحسب ساعت) را رسم و سپس با استفاده از روش درون‌يابي خطي مدت زمان از كاشت تا زماني كه ١٠ درصد و ٩٠ درصد جوانه‌زني اتفاق بيفتد را محاسبه مي­کند. اين زمان‌ها به‌ترتيب به‌صورت D10 تا D90 نشان داده مي‌شود. سرعت جوانه‌زني D50 معادل عكس زمان رسيدن به ٥٠ درصد جوانه‌زني است و يكنواختي جوانه‌زني يعني تفاضل زمان رسيدن از ١٠ درصد حداكثر جوانه‌زني به ٩٠ درصد حداكثر جوانه‌زني (D90-D10). هرچه عدد يكنواختي جوانه‌زني كمتر باشد، يكنواختي بيشتر است (Soltani et al., 2001).

طول ریشه‌چه و ساقه‌چه: توسط خط‌کش مدرج بر حسب سانتی‌متر و با دقت میلی‌متر اندازه‌گیري شد.

وزن تر و خشک ریشه‌چه و ساقه‌چه: بر روي ترازوي دیجیتالی و با دقت یک هزارم اندازه‌گیري شد.

درصد جوانه‌زنی: درصد جوانه‌زنی از فرمول زیر محاسبه شد (Chaoui and Ferjani., 2005).

GP = (N×100) / M

:N تعداد بذر جوانه‌زده،   :Mتعداد کل بذور        

سرعت جوانه‌زنی: سرعت جوانه‌زنی (در روز) از فرمول زیر محاسبه شد (Soltani et al., 2001). در واقـع این شاخص نشان­دهنـده مـدت زمـانی اسـت کـه طـول مـی‌کشـد تـا 50 درصـد حـداکثر جوانـه‌زنـی رخ دهـد، بنـابراین، هـر چـه ایـن زمـان کوتـاه‌تـر باشـد، سـرعت جوانـه‌زنـی نیز بالاتر خواهد بود.

𝑅50 = 1/𝐷50

میانگین مدت جوانه‌زنی: متوسط زمان جوانه‌زنی با فرمول پیشنهادی الیس و رابرتز (Omidi et al., 2014) محاسبه شد.

MGT = Σ (Ni) / ΣN

N: تعداد دفعات شمارش، Ni: تعداد بذر جوانه زده در روزD        

 

جهت سنجش فعالیت آنزیم‌های آنتی‌‌اکسیدانت در ذرت، گیاهچه‌ها در نیتروزن مایع منجمد و تا زمان اندازه­گیری آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانت در فریزر 72- درجه سیلیسوس نگهداری شدند (Sairam et al., 2002). جهت استخراج عصاره آنزیمی، 5/0 گرم نمونه از هر تیمار توزین و در داخلی هاون چینی (که از قبل در یخچال نگهداری شده بود) با استفاده از نیتروژن مایع هموژن گردید و پس از آن 5 میلی‌لیتر از بافر فسفات سرد (7pH=) حاوی 5/0 میلی‌مولارEDTA  به هاون اضافه شد. سپس، هموژن‌ها به اپندورف‌های 2 میلی‌متری منتقل شدند و در rpm 15000 با دمای 4 درجه‌ی سانتی‌گراد به مدت 15 دقیقه سانتریفوژ شدند. سوپرناتانت حاصل به سه قسمت تقسیم شد تا از اثر مضر انجماد و ذوب متوالی نمونه‌ها پیشگیری شود و سپس، تا زمان اندازه‌گیری آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانت در دمای 20- درجه‌ی سانتی‌گراد نگهداری شد (Sairam et al., 2002).

سنجش فعالیت آنزیم کاتالاز(CAT): فعالیت آنزیم کاتالاز براساس روش ابی (Aebi, 1984) اندازه‌گیری گردید. کمپلکس واکنش، شامل 5/0 میلی‌لیتر پراکسید هیدروژن 5/7 میلی‌مولار، 5/1 میلی‌لیتر بافر فسفات پتاسیم 100 میلی‌مولار (7pH=) و 50 میکرولیتر عصاره آنزیمی بود که حجم نمونه‌ها با اضافه کردن آب مقطر به 3 میلی‌لیتر رسانده شد. با افزودن پراکسید هیدروژن واکنش آغاز گردید و کاهش در جذب نمونه‌ها در طول موج 240 نانومتر در مدت یک دقیقه ثبت گردید. محلول جذب زمینه (blank) شامل تمام موارد استفاده شده به جز عصاره آنزیمی استخراج شده بود. فعالیت ویژه آنزیم براساس میکرومول پراکسید هیدروژن تجزیه شده در دقیقه بر میلی‌گرم پروتئین بیان گردید.

سنجش فعالیت آنزیم پراکسیداز(POX): سنجش فعالیت آنزیم POX طبق روش مک‌آدام و همکاران(Macadam et al., 1992) انجام شد. در این روش 450 میکرولیتر محلول پراکسید هیدروژن و 450 میکرولیتر محلول گایاکول در دمای پایین (ظرف حاوی یخ) با هم مخلوط گردید و به آن 100 میکرولیتر عصاره‌ی آنزیمی اضافه شد و تغییرات جذب در طول موج 470 نانومتر با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر دنبال شد. در محلول بلانک به جای عصاره آنزیمی، 100 میکرولیتر از بافر فسفات (7pH=) استفاده شد. فعالیت آنزیمی با استفاده از قانون لامبرت- بیر و ضریب خاموشی محصول واکنش گایاکول پراکسیداز (µM-1c-1m 3/13) محاسبه شد. فعالیت آنزیم در نهایت بر حسب Unit mg protein-1 min بیان گردید.

فعالیت آنزیم پراکسیداز                                                    POX/min ̸̸̸̸ 13/3 = (Unit. mg-1)

سنجش فعالیت آنزیم ‌سوپر‌اکسید دیسمیوتاز (SOD): سنجش آنزیم ذکر شده به روش جیانوپلیتیس و ریز (Giannopolitis and Ries, 1977) انجام گردید. اساس سنجش فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسمیوتاز مهار واکنش رادیکال سوپراکسید با نیتروبلوتترازولیوم و ممانعت از تشکیل سوپراکسید ‌نیتروبلوتترازولیوم توسط آنزیم مذکور است. نمونه بلانک به مدت 15 دقیقه در تاریکی قرار گرفت و نمونه­های شاهد و عصاره آنزیمی در محفظه نوری با دو لامپ فلورسنت W20 به مدت 15 دقیقه و 100 دور در دقیقه برروی شیکر گذاشته شد. سپس، جذب در طول موج 560 نانومتر ثبت شد. تفاوت بین جذب هر عصاره در مدت زمان روشنایی 15 دقیقه و جذب عصاره آنزیمی در همان مدت زمان روشنایی در واقع نشان دهنده باز داشتن واکنش خود به خودی و تشکیل فورمازان توسط SOD است.

100-[OD control- OD] / OD control ×100/50 = (Unit. mg-1)

سنجش فعالیت آلفا آمیلاز: چهار روز پس از جوانه‌زنی و مطـابق روش دومـان و همکـاران (Doman et al., 1982) مشخص شد. بذرها در بافر فسفات 60 میلی‌مولار (8/6pH= ) هموژنیزه شدند و سـپس بـا سـانتریفوژ g 12000 و بـه مدت 15دقیقه فیلتر شدند. فعالیت آنزیم در محیط واکنش که حاوي 60 میلی مـولار بـافر فسـفات(8/6pH= )، 400 میکروگرم بر میلی‌لیتر کلسیم کلراید و500 میکروگرم بر میلی‌لیتر نشاسته بـود، مشـخص شـد. عصـاره آنـزیم (یـک میلی‌لیتر) پس از20 دقیقه انکوباسیون در حمام آب گرم به محیط آزمایش اضافه شد. فعالیـت آنـزیم آلفـا آمـیلاز بـا استفاده از نشاسته و با طول موج 62 نانومتر به صورت میکروگرم نشاسته و گرم بر دقیقه مواد تازه مشخص شد.

اندازه‌گیری میزان پروتئین: برای استخراج پروتئین کل از ساقه‌چه از روش برادفورد (Bradford, 1976) استفاده شد. جهت تهیه معرف پروتئین برادفورد 100 میلی‌گرم کوماسی برلیانت بلوجی در 50 میلی‌لیتر اتانول 95% به مدت زمان حداقل یک ساعت حل و پس از آن، 100 میلی‌لیتر اسید فسفریک 85% قطره قطره به آن اضافه شد و با آب مقطر حجم محلول به 1000 میلی‌لیتر رسانده شد. برای حذف ذرات معلق، محلول از کاغذ صافی واتمن عبور داده شد. در نهایت 5 میلی‌لیتر معرف برادفورد همراه با 100 میکرولیتر از عصاره پروتئینی مخلوط شد. جذب نمونه‌ها در طول موج 595 نانومتر با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر قرائت گردید. عدد حاصل براساس میلی‌گرم برگرم وزن نمونه بذری محاسبه گردید.

تجزیه واریانس با استفاده از نرم افزار SAS9.1 انجام گردید. میانگین‌ها براساس آزمون دانکن در سطح احتمال 5 درصد مقایسه گردید.

بحث و نتایج

درصد و سرعت جوانه‌زنی: جدول تجزیه واریانس نشان داد که اثر ساده نیترات پتاسیم و شوری و اثر متقابل آن‌ها روی درصد و سرعت جوانه‌زنی معنی‌دار بود (جدول 1). مقایسه میانگین نشان داد که بیش‌ترین درصد جوانه‌زنی (3/93درصد) و سرعت جوانه‌زنی (278/0 بذر در روز) در پیش‌تیمار با نیترات پتاسیم 3 درصد و بدون شوری و کم‌ترین آن‌ها به ترتیب 3/38 درصد و132/0 بذر در روز در شاهد (آب مقطر) و شوری 200 میلی‌مولار مشاهده گردید (جدول3). تنش شوری از طریق کاهش پتانسیل آب و کاهش جذب آب توسط بذرها و سمیت یون‌های سدیم و کلر سبب کاهش جوانه‌زنی بذرها می‌شود (Tenikecier and Ates, 2022). پرایمینگ منجر به افزايش سرعت تنفس در گياهچه‌ها شده و از طريق بالابردن فعاليت آنزيم‌هايي مانند پروتئاز و ليپاز در طول جوانه‌زني بذرهاي ذرت، جوانه‌زني را افزايش مي‌دهد  (Mansouri Gandomani et al., 2019). همچنین، پرایمینگ بذور به‌دلیل افزایش فعالیت آنزیمی و نفوذپذیری غشا و فراهمی عناصرغذایی و داشتن مواد مغذی موجب تحریک جوانه‌زنی می‌شوند (Shen et al., 2020; Gomes et al., 2021). افزایش سرعت و درصد جوانه‌زنی در اثر پرایمینگ بذر، ناشی از افزایش فعاليت متابوليک است که طی جذب آب اتفاق می‌افتد. پرایمینگ از طریق بازسازی و ترمیم سلول‌های آسیب دیده، کاهش موانع رشد جنین، افزایش کمی و کیفی سنتز پروتئین‌ها و ایجاد دامنه دمایی وسیع‌تر برای جوانه‌زنی، باعث افزایش درصد جوانه‌زنی می‌گردد (Madady et al., 2016). هم‌چنین، پرایمینگ با تغییرات فیزیولوژی از قبیل تغییر در مقدار قند، ترکیبات آلی و یون‌های تجمع یافته در بذر سرعت جوانه‌زنی را افزایش داد‌ (Shekari et al., 2010). گزارش‌ها نشان داده است که شوری درصد جوانه‌زنی، سرعت جوانه‌زنی و یکنواختی جوانه‌زنی را کاهش داد، ولی پرایمینگ این صفات را بهیود بخشید (Saadat et al., 2023a; Saadat et al. 2023b; Ahmadi, et al., 2022).

میانگین مدت جوانه‌زنی: اثر ساده نیترات پتاسیم و شوری و اثر متقابل آن‌ها روی میانگین مدت جوانه‌زنی در سطح احتمال یک درصد معنی‌دار بود (جدول 1). بیش‌ترین میانگین مدت جوانه‌زنی (55/7 روز) در شاهد (آب مقطر) و شوری 200 میلی‌مولار و کم‌ترین آن (59/3 روز) در پیش‌تیمار با نیترات پتاسیم 3 درصد و بدون شوری مشاهده گردید(جدول3). در این تحقیق، میانگین مدت جوانه‌زنی تحت تنش شوری افزایش یافت که با نتایج تحقیقات انجام گرفته روی لوبیا توسط سعادت و همکاران (Saadat et al., 2023c) مطابقت داشت. ولی پرایمینگ با نیترات پتاسیم مقدار آن را کاهش داد. به‌ نظر مي‌رسد يكي از علل كاهش میانگین مدت جوانه‌زنی در پرايمينگ، افزايش فعاليت‌‌هاي متابوليكي و سرعت تقسيم سلولي در نوك ريشه بذور پرايم شده باشد. هم‌چنین، افزایش احتمالی سرعت تقسیم سلولی در بذرهای پرایم شده می‌تواند علت کاهش میانگین زمان جوانه‌زنی باشد. در اثر سنتز RNA ،DNA  و پروتئین طی پرایمینگ بذر بسیاری از مراحل فیزیولوژیکی در فرآیند جوانه‌زنی کامل شده و بذر در آستانه جوانه‌زنی قرار می‌گیرد (Aghighi Shahverdi and Omidi, 2016).

یکنواختی جوانه‌زنی: در این تحقیق، اثر ساده نیترات پتاسیم و شوری و اثر متقابل آن‌ها روی یکنواختی جوانه‌زنی در سطح احتمال یک درصد معنی‌دار بود (جدول 1). طبق جدول مقایسه میانگین، کمترین یکنواختی جوانه‌زنی (52/2) در پیش‌تیمار با نیترات پتاسیم 5/1 درصد و شوری100 میلی‌مولار و بیش‌ترین آن (03/1) در پیش‌تیمار با نیترات پتاسیم 3 درصد و بدون شوری مشاهده گردید (جدول3). در یکنواختی جوانه‌زنی هر چقدر عدد به‌دست آمده کم‌تر باشد نشان‌دهنده یکنواختی بيش‌تر جوانه‌زنی است (Soltani et al., 2001). پرایمینـگ بـذر به‌واسطه تأثیر بر فعالیـت آنـزیم‌هـاي دخیـل در جوانـه‌زنـی و تقسیم سلولی ضمن تسریع و ایجـاد یکنـواختی جوانـه‌زنـی بـذرها منجـر بـه بهبـود رشـد گیاهچه در شـرایط تنش شوري و ایجاد مقاومت به تنش می‌شـود (Chen and Arora. 2013 Madadi, 2014;).

طول ریشه‌چه و ساقه‌چه: جدول تجزیه واریانس نشان داد که اثر ساده نیترات پتاسیم و شوری و اثر متقابل آن‌ها روی طول ریشه‌چه و ساقه‌چه معنی‌دار بود (جدول 1). مقایسه میانگین نشان داد که بیش‌ترین طول ریشه‌چه (20/5 گرم) و ساقه‌چه (667/2 گرم) در پیش‌تیمار با نیترات پتاسیم 3 درصد و بدون شوری و کم‌ترین طول ریشه‌چه (57/0 گرم) و ساقه‌چه (390/0گرم) در شاهد (آب مقطر) و شوری 200 میلی‌مولار مشاهده گردید (جدول3). کاهش طول ریشه‌چه و ساقه‌چه تحت تنش شوری را می‎توان به کاهش میزان و سرعت جذب اولیه آب، تأثیر منفی پتانسیل‌های اسمزی کم و سمیت یون‌ها بر فرآیندهای بیوشیمیایی و کاهش جذب مواد غذایی توسط ریشه‌چه نسبت داد (Safarnejad and Hamidi, 2008; Shahbazi and Golkar, 2016). در تحقیقی روی گیاه لوبیا و برنج مشخص شد که شوری طول ریشه‌چه و ساقه‌چه را کاهش می­دهد (Saadat et al., 2023a; Saadat et al. 2023b). افزایش طول ریشه‎چه و ساقه‌چه تحت پرایمینگ می‌تواند بـه علـت افـزایش تقسـیمات سـلولی و طویـل شـدن سـلول باشـد (Cheong and Choi. 2003). پرایمینگ با تسریع و افزایش فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانت، فعالیت آنزیم‌های تجزیه‌کننده اندوخته بذری از جمله آمیلاز و پروتئاز سبب افزایش طول ریشه‌چه و ساقه‌چه می‌شود افزایش طول ریشه‌چه و ساقه‌چه طی پرایمینگ با نیترات پتاسیم تحت شرایط تنش شوری توسط محققین دیگر نیز گزارش شده است (Seyedi, 2021; Rahimi et al., 2016). پرايمينگ با ايجاد فضاي بين سلولي و بازسازي غشاي سلولي در داخل بذر، موجب جذب بيش‌تر آب توسط جنين و افزايش فشار تورژسانس سلول‌هاي جنيني شده كه در نهايت افزايش رشد گياهچه را به دنبال دارد (Argerich et al., 1989).

وزن تر و خشک ریشه‌چه و ساقه‌چه: در این تحقیق، اثر ساده نیترات پتاسیم و شوری و اثر متقابل آن‌ها روی وزن تر و خشک ریشه‌چه و ساقه‌چه در سطح احتمال یک درصد معنی‌دار بود (جدول 1). بیش‌ترین وزن تر و خشک ریشه‌چه و ساقه‌چه (به ترتیب 777/0، 643/0، 217/0 و 240/0 گرم) در پیش‌تیمار با نیترات پتاسیم 3 درصد و بدون شوری  و کم‌ترین آن‌ها به ترتیب (100/0، 087/0، 023/0 و 0333/0 گرم) در شاهد (آب مقطر) و شوری 200 میلی‌مولار مشاهده گردید (جدول3). سمیت یونی و عدم تعادل غذایی، باعث کاهش جذب مواد غذایی توسط ریشه‎چه شده و آن موجب کاهش وزن خشک می‌شود (Shahbazi and Golkar, 2016). همچنین، یکی از دلایل افزایش وزن تر و خشک ساقه‌چه در اثر پرایمینگ، سرعت بالای جوانه‌زنی بذر در این شرایط می‌باشد (Soltani et al., 2008). پرایمینگ با افزایش فعالیت آنزیم آمیلاز موجب افزایش سرعت جوانه‌زنی و در نهایت افزایش وزن خشک گیاهچه می‌شود (Alivand et al., 2011; Soltani et al., 2008). تحقیقات نشان داده است که  وزن تر و خشک ریشه‌چه و ساقه‌چه با افزایش شوری کاهش می‌یابد، ولی پرایمینگ با نیترات پتاسیم آن‌ها را بهبود بخشید (Seyedi, 2021; Ahmadi, et al., 2022).

آنزیم‌های کاتالاز، پراکسیداز و سوپراکسید دیسمیوتاز: طبق جدول تجزیه واریانس اثر ساده نیترات پتاسیم و شوری و اثر متقابل آن‌ها روی آنزیم‌های کاتالاز، پراکسیداز و سوپراکسیددیسمیوتاز در سطح احتمال یک درصد معنی‌دار بود (جدول 1). مقایسه میانگین نشان داد که بیش‌ترین فعالیت آنزیم‌های کاتالاز (829/0 واحد میلی‌گرم بر پروتئین)، پراکسیداز (893/1 واحد میلی‌گرم بر پروتئین) و سوپراکسید دیسمیوتاز (72 واحد میلی‌گرم بر پروتئین) در پیش‌تیمار با نیترات پتاسیم 3 درصد و شوری 200 میلی‌مولار و کم‌ترین آن‌ها به‌ترتیب (3/23 و 600/0 ،362/0 واحد میلی‌گرم بر پروتئین) در شاهد (آب مقطر) و بدون شوری مشاهده گردید (جدول4). افزایش فعالیت آنزیم‌های آنتی‎اکسیدانت در شـرایط تنش به عنوان یک مکانیسم دفـاعی بـراي کـاهش اثـرات مخرب رادیکال‌هاي آزاد بوده و از این طریق باعـث حـذف و کم کردن اثرات تنش می‌شـود (Murgan and Harish, 2007). دلیل افزایش آنزیم‌های آنتی‎اکسیدانت در اثر پرایمینگ، می‌تواند به‌واسطه بهبود و تسریع ساخت  DNA در بافت‌های جنینی در مدت زمان انجام پرایمینگ و در غياب سلول‌هاي تقسيم شونده در بذرها باشد (Madady et al., 2016). در واقع بالا بودن فعالیت آنزیم‌های آنتی‎اکسیدانت به معنی حذف بیش‌تر رادیکال‌های اکسیژن، کاهش مرگ سلولی و افزایش مقاومت گیاهچه‌ها است (Nair et al., 2008). پرايمينــگ بــا افــزايش آنزیم‌های آنتی‎اکسیدانت فعاليت پراکسيداسيون ليپيد و خسارت تنش در سلول‌ها را در طي جوانه‌زنـی کاهش مي‌دهد (Murugu et al., 2003).

آنزیم آمیلاز و پروتئین : اثر ساده نیترات پتاسیم و شوری و اثر متقابل آن‌ها روی آنزیم آمیلاز و پروتئین در سطح احتمال یک درصد معنی‌دار بود (جدول 1). طبق مقايسات ميانگين تيمار نیترات پتاسیم 3 درصد و بدون شوری به ترتیب (7/187 میلی‌گرم بر گرم دقیقه) و (mg/g 107/1 میلی‌گرم بر گرم) بیش‌ترین فعالیت آنزیم آمیلاز و مقدار پروتئین را به‌ خود اختصاص دادند، و کم‌ترین فعالیت آنزیم آمیلاز (7/49 میلی‌گرم بر گرم دقیقه) و پروتئین (407/0 میلی‌گرم بر گرم) در شاهد (آب مقطر) و شوری 200 میلی‌مولار بود (جدول4). آنزیم آمیلاز یک آنزیم حیاتی در فرآیند جوانه‌زنی است كه با هیدرولیز ذخایر كربوهیدراتی بذر، انرژی لازم برای رشد جوانه و ظهور آن را فراهم می‌كند (Kato Noguchi and Macias, 2008). تنش شوری فعالیت این آنزیم را با تاثیر بر متابولیسم ذخایر بذر و ظهور گیاهچه كاهش می‌دهد. كاهش فعالیت آنزیم آلفا آمیلاز تحت تنش شوری منجر به كاهش درصد و سرعت جوانه‌زنی می‌شود، این آنزیم با هیدرولیز ذخایر قندی بذر، انرژی لازم جهت رشد گیاهچه و تکمیل فرآیند جوانه‌زنی را بر عهده دارد (Kato Noguchi and Macias, 2008). بیش‌ترین فعالیت آنزیم آمیلاز ذرت تحت تنش شوری در پرایمینگ با نیترات پتاسیم گزارش شده است (Khoraki and Farhoudi, 2021) که با نتایج این تحقیق هم مطابقت داشت. تحقیقات نشان داده است کـه پرایمینگ از طریق افزایش فعالیت آنزیم‌هاي آمیلاز و تبدیل مواد اندوخته‌اي به مواد انتقـالی، موجـب افـزایش رشـد می‌شود، افزایش چنین آنزیم‌هاي می‌تواند از دلایل افـزایش طـول ریشـه‌چـه و ساقه‌چه طی پرایمینگ باشد (Kaur et al., 2005). به‌طور کلی، دلیل افزایش فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانت طی پرایمینگ می‌تواند ناشی از افزایش القای رونویسی ژن و سنتز پروتئین و یا به واسطه تغییرات پس از ترجمه‌ی پروتئین آنزیم‌های موجود باشد (Vittoria et al., 2001). از دلایل کاهش غلظت پروتئین‌های محلول در اثر شرایط تنش می‌توان به افزایش فعالیت آنزیم‌های تجزیه کننده پروتئین‌ها، کاهش سنتز پروتئین و نیز تجمع اسید آمینه آزاد اشاره کرد (Ranjan et al., 2001). هم‌چنین، یکی از دلایل کاهش پروتئین بذر، خسارت به سیستم های سنتز کننده پروتئین، سنتز و فعالیت بالای آنزیم‌های پروتئولیتیک است. طی تنش پروتئین‌ها بر اثر حمله رادیکال‌های آزاد تخریب می‌شوند که منجر به عملکرد نادرست فعالیت پروتئین‌ها خواهد شد. اختلال در فعالیت آن  به مفهوم عدم کارایی فعالیت آنزیمی بوده که نتیجه آن تأثیر مخرب بذر خصوصیات کیفی جوانه‌زنی است (Wu et al., 2011). علت افزایش پروتئین طی پرایمینگ می‌تواند به دلیل افزایش اسیدهای آمینه حاصل از تجزیه ذخایر بذر و هدایت آن­ها به سوی ساخت پروتئین باشد (Arab et al., 2018). افزایش مقدار پروتئین از طریق پرایمینگ با نیترات پتاسیم و کاهش آن با تشدید شوری در تحقیق دیگر نیز گزارش شده است (Donaldson et al., 2001).

 

 

جدول1. تجزیه واریانس اثر نیترات پتاسیم و شوری بر روی ویژگی‌های فیزیولوژیکی گیاهچه ذرت

					میانگین مربعات
منابع تغییر	درجه آزادی	درصد جوانه‌زنی	سرعت جوانه‌زنی	میانگین مدت جوانه‌زنی	یکنواختی جوانه‌زنی	طول ریشه‌چه	طول ساقه‌چه	وزن تر ریشه‌چه	وزن تر ساقه‌چه	وزن خشک ریشه‌چه	وزن خشک ساقه‌چه
نیترات پتاسیم	2	**4/863	**017071/0	**902/12	0118/1**	**451/10	**9451/0	**2537/0	**1587/0	**02216/0	**02084/0
شوری	2	**7/2276	**0059282/0	**077/4	3447/0**	**813/19	**0627/5	**2308/0	**1769/0	**01565/0	**02054/0
نیترات پتاسیم * شوری	4	*7/62	000257/0**	**509/0	**4599/0	*539/0	**3836/0	**0373/0	**0149/0	**00221/0	**00328/0
اشتباه آزمایشی	16	4/14	000044/0	021/0	05268/0	115/0	0087/0	0015/0	0014/0	00014/0	00011/0
ضریب تغییر (%)		8/5	251/2	843/2	298/11	451/10	308/7	665/12	988/12	693/12	406/9

* و ** به ترتیب غیر معنی‌دار و معنی‌دار در سطح احتمال 05/0 و 01/0

 

 

 

 

 

 

جدول2. تجزیه واریانس اثر نیترات پتاسیم و شوری بر روی ویژگی‌های بیوشیمیایی گیاهچه ذرت

			میانگین مربعات
منابع تغییر	درجه آزادی	کاتالاز	پراکسیداز	سوپراکسیددیسمیوتاز	آمیلاز	پروتئین
نیترات پتاسیم	2	** 182748/0	**6478/0	**7/1179	**8/10851	**11156/0
شوری	2	**051991/0	** 4988/0	**2/1296	**3/7327	**59991/0
نیترات پتاسیم * شوری	4	004132/0 **	0348/0 **	**5/60	**4/523	**00691/0
اشتباه آزمایشی	16	000156/0	0029/0	3/5	4/10	00074/0
ضریب تغییر (%)		113/2	571/4	3/5	9/2	816/3

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

** معنی‌دار در سطح احتمال 01/0 

 

 

 

 

 

 

 

جدول 3. مقایسه میانگین‎ اثر متقابل نیترات پتاسیم و شوری  بر روی صفات فیزیولوژیکی گیاهچه ذرت

اثر متقابل	درصد جوانه‌زنی	سرعت جوانه‌زنی (بذر در روز)	میانگین مدت جوانه‌زنی (روز)	یکنواختی جوانه‌زنی	طول ریشه‌چه (میلی‌متر)	طول ساقه‌چه (میلی‌متر)	وزن تر ریشه‌چه (گرم)	وزن تر ساقه‌چه (گرم)	وزن خشک ریشه‌چه (گرم)	وزن خشک ساقه‌چه (گرم)
P1s1	de 0/65	189/0 e	29/5 c	28/2 ab	93/2 c	467/1 cd	217/0 d	217/0 d	060/0 de	080/0 d
P1s2	de 3/63	157/0 f	37/6 b	63/1 c	45/1 e	837/0 e	123/0 e	123/0 e	043/0 ef	057/0 e
P1s3	g 3/38	133/0 g	57/70 a	07/1 d	57/0 f	390/0 f	100/0 e	100/0 e	023/0 f	033/0 e
P2s1	b 67/81	234/0 b	29/4 fg	14/2 ab	94/4 a	933/1 b	427/0 b	427/0 b	133/0 b	147/0 b
P2s2	cd 3/68	222/0 c	52/4 ef	52/2 a	44/3 bc	600/1 c	300/0 c	300/0 c	103/0 c	120/0 c
P2s3	f 0/49	202/0 d	94/4 d	27/2 ab	10/2 d	773/0 e	137/0 e	137/0 e	060/0 de	077/0 d
P3s1	a 3/93	278/0 a	59/3 h	03/2 b	20/5 a	667/2 a	777/0 a	777/0 a	217/0 a	240/0 a
P3s2	c 67/73	243/0 b	12/4 g	27/2 ab	90/3 b	407/1 d	440/0 b	440/0 b	130/0 b	147/0 b
P3s3	e 3/58	212/0 dc	72/4ed	08/2 b	50/1 e	403/0 f	227/0 d	227/0 d	077/0 d	070/0 e

P1: پرایمینگ با نیترات پتاسیم 0%،P2 : پرایمینگ با نیترات پتاسیم  5/1 %،P3 : پرایمینگ با نیترات پتاسیم 3%، :S1 بدون شوری،  :S2شوری 100 میلی‌مولار :S3 شوری200 میلی‌مولار

حروف متفاوت در هر ستون نشان‌دهنده تفاوت معنی‌دار در سطح احتمال یک درصد است.

 

 

تیمار	کاتالاز (units mg-1protein)	پراکسیداز (units mg-1protein)	سوپراکسیددیسمیوتاز (units mg-1protein)		آمیلاز (mg/g. min)	پروتئین (میلی‌گرم بر گرم)
P1s1	362/0 g	600/0 h	3/23 f	0/99 e		807/0 c
P1s2	433/0 f	903/0 f	0/31 e	3/72 g		620/0 e
P1s3	543/0 e	183/1 e	7/42 c	7/49 h		407/0 f
P2s1	562/0 e	743/0 g	3/34 de	0/127 c		923/0 b
P2s2	601/0 d	287/1 d	7/45 c	3/108 d		753/0 d
P2s3	632/0 c	610/1 b	0/53 b	7/91 f		420/0 f
P3s1	625/0 c	907/0 f	0/38 d	7/187 a		107/0 a
P3s2	739/0 b	487/1 c	7/55 b	3/140 b		807/0 c
P3s3	829/0 a	893/1 a	0/72 a	3/101 e		583/0 e

جدول 4. مقایسه میانگین‎ اثر متقابل نیترات پتاسیم و شوری  بر روی صفات بیوشیمایی گیاهچه ذرت

P1: پرایمینگ با نیترات پتاسیم 0%،P2 : پرایمینگ با نیترات پتاسیم 5/1 %،P3 : پرایمینگ با نیترات پتاسیم 3%، :S1 بدون شوری،  :S2شوری 100 میلی‌مولار :S3 شوری200 میلی‌مولار

حروف متفاوت در هر ستون نشان‌دهنده تفاوت معنی‌دار در سطح احتمال یک درصد است.

نتيجه‌گيري

براساس نتایج حاصل، پيش تيمار نیترات پتاسیم باعث افزایش صفات فیزیولوژیکی، فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانت و پروتئین گردید و با توجه به نتايج مقايسه ميانگين مي‌توان غلظت 3 درصد پيش‌تيمار نیترات پتاسیم را تيمار مؤثرتري براي گياهچه ذرت در شرايط تنش شوري دانست و از آن براي کاهش اثرات نامطلوب تنش شوري استفاده کرد . در واقع در اين مطالعه تيمار كردن بـذور با نيترات پتاسيم باعث بهبود جوانه‌زني و سـاير صـفات مورد مطالعه تحت شرايط تنش شوری گرديد.

منابع

Aebi, H. 1984. Catalase in vitro. Methods of Enzymology.105: 121-126

Aghighi Shahverdi, M. and Omidi, H. 2016. Effect of hormone priming and hydro priming on Stevia (Stevia rebaudiana Bertoni) seed germination under salt stress. Iran. J. Seed Sci. Res. 3(2): 97-108

Ahmadi, K., Shojaeeyan, A., Omidi, O., Amini Dehaghi, M. and Azadbakht, F. 2022. The effect of salicylic acid and potassium nitrate on germination characteristics, photosynthetic pigments and seedling proline seedlings of two safflower cultivars under salinity stress, Environ. Stresses in Crop Sci. 15(1): 247-257

Alivand, R., Tavakkol Afshari, R. and Sharifzadeh, F. 2011. Effects of gibberellin, salicylic acid, and ascorbic acid on improvement of germination characteristics of deteriorated seeds of Brassica napus. Iran. J. Field Crop Sci. 439: 561-571

Arab, R., Yadavi, A., Balouchi, H. and Khadem hamzeh, H. 2018. The effect of irrigation interval and iron and zinc foliar application on some morpho-physiological characteristics and yield of sunflower. J. Crop Produc. 11(2): 77-90

Argerich, C. A., Bradford, K. J. and Tarquis, M. 1989. The effects of priming and ageing on resistance of tomato seeds to deterioration. J. Exp. Bot. 10: 35–42

Arzani, A. and Ashraf, M. 2016. Smart engineering of genetic resources for enhanced salinity tolerance in crop plants. Critical Rev. Plant Sci. 35: 146-189

Bahmani, M., Rahimi, D., Sadeghipour, A. and Kartuly Nezhad, D. 2016. Effects of priming with different concentrations of potassium salt on seed germination and vigor indices of (Capparis cartilaginea). J. Rangeland. 10(2): 180-190

Bakht, J., Shafi, Y., Jamal, Y. and Sher, H. 2011. Response of maize (Zea mays L.) to seed priming with NaCl and salinity stress. Span. J. Agri. Res. 9(1): 252-261

Bradford, M. M. 1976. Arapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein day binding. Anal. Bioch. 72: 248-254.

Chaoui, A. and Ferjani, E. 2005. Effects of cadmium and copper on antioxidant capacities, lignification and auxin degradiation in leaves of Pea (Pisium sativum L.) seedlings. Comptes Rendus Biologies. 328: 23-31

Chaudhary, D. P., Kumar, S. and Singh, S. 2014. Maize: Nutrition Dynamics and Novel Use. Springer Publication, New York.

Chen, K., Fessehaie, A. and Arora, R. 2012. Dehydrin metabolism is altered during seed Osmopriming and subsequent germination under chilling and desiccation in Spinacia oleracea L. cv. Bloomsdale: possible role in stress tolerance. Plant Sci.183: 27-36

Cheong, J. J. and Do Choi, Y. 2003. Methyl jasmonate as a vital substance in plants. Trends in Genetics 19(7): 409-413

Doman, D. C., Walker J. C., Trelease, R. N. and Moore, B. D. 1982. Metabolism of
carbohydrate and lipid reserves in germinated cotton seeds. Planta. 155(6): 502-510

Donaldson, E., Schillinger, W. F. and Dofing, S. M. 2001. Straw production and grain yield relationships in winter wheat. Crop Sci. 41(1): 100-106

Farhoudi, R. 2018. Effect of seed halopriming on germination and seedling physiological characteristics of wheat (Triticum aestivum) cultivars Niknijad and Qods under salt stress condition. Iran. J. Seed Sci. Res. 5(1): 95-107

Giannopolitis, C. N. and Ries, S. K. 1977. Suoeroxide dismutase. I. Occurrence in higher plants. J. Plant Physiol. 59: 309-314

Gomes, D. G., Pelegrino, M.T., Ferreira, A. S., Bazzo, H. B., Zucareli, C., Seabra, A. B. and Oliveira, H.C. 2021. Seed priming with copper-loaded chitosan nanoparticles promotes early growth and enzymatic antioxidant defense of maize (Zea mays L.) seedlings. Chem. Technol. and Biot. 96(8): 2176-2184

Hasani, Z., Amraie, N., Ahmadi, K. and Omidi, H. 2021. Effect of priming on seed germination and morpho-physiological traits of Portulacaoleracea L. under salinity stress. Iran. J. Seed Sci. Res. 8(3): 293-310

Jafarian, E., Yadegari, M. and Irani Pour, R. 2019. The effect of seed priming of Purslane
(Portulaca oleracea L.) with salicylate under chromium and lead contamination. J.
Iran. Plant Ecophysiol. Res.14(53):74-89

Kato-Noguchi, H. and Macias, F. A. 2008. Inhibition of germination and α-amylase induction by 6- methoxy- 2-benzoxazolinone in twelve plant species. Biol. Plantaum, 52: 351-354.

Kaur, S., Gupta, A.K. and kaur, N. 2005. Seed priming increase crop yield possibly by modulating enzymes of sucrose metabolism in chickpea. J. Agron. Crop Sci. 191:81-87

Khoraki, M. and Farhoudi, R. 2021. Effect of halopriming on germination and seedling growth of single cross 704 corn seeds under salinity stress condition. Iran. J. Seed Sci. Res. 7(4): 447-461

MacAdam, J. W., Nelson, R. and Sharp, E. 1992. Peroxidase activity in the leaf elongation zone of tall fescue. Plant Physiol. 99: 872-878

Madadi, M., Khamari, S., Javadi, A. and Sofalian, A. 2014. The effect of priming with calcium nitrate and zinc oxide on seed germination and seedling growth under salt stress. J. Plant Proc. Fun. 5(15): 179- 169

Madady, M., Khomari, S., Javadi, A. and Sofalian, A. 2016. The effect of priming with calcium nitrate and zinc oxide on seed germination and seedling growth of corncockle under salinity stress, J. Plant Proc. Fun. 5(15): 169-179.

Mansouri Gandomani, V., Omidi, H. and Bostani, A. A. 2019. Study on effects of pretreatment nanoparticle silicon dioxide (SiO2) on seed germination and biochemical indicate of soybean (Glycine max L.) cultivars Williams under salinity. Iran. J. Seed Sci. 6(3): 299-315.

Miransari, M. and Smith, D. L. 2009. Rhizobial lipo-chitooligosaccharides and gibberellins enhance barley (Hoedum vulgare L.) seed germination. Biotechnol. 8: 270–275.

Murgan, K. and Harish, S. R. 2007. Antioxidant modulation in response to heavy
metal induced Oxidative stress in Chodophora glomerata. Indian J. Exp. Biol. 45: 980-983.

Nair, A. S., Abraham, T. and Jaya, D. 2008. Studies on the changes in lipid peroxidation and antioxidants in drought stress induced cowpea (Vigna unguiculata L.) varieties. J. Environ. Biol. 29: 689-691.

Nakabayashi, R. and Saito, K. 2015. Integrated metabolomics for abioticstress responses in plants. Curr. Opin. Plant Biol. 24: 6-10

Nascimento, W. M. and Aragao, F. A. S. 2004. Muskmelon seed priming in relation to seed vigor. Sci. Agricola. 61(1):114-117.

Omidi, H., Soroushzadeh, A., Salehi, A. and Ghezeli, F. 2005. Evaluation of priming pretreatments on germination rapeseed. Agri. Sci. Technol. 19(2): 1-10

Parvin, S., Lee, O. R., Sathiyaraj, G., Khoralragchaa, A., Kim, Y. J., Miah, M. J. and

Rahimi, D., Sadeghipour, A. and Kartooli Nejad D. 2016. Effects of priming with different concentrations of potassium nitrate salt on seed germination and vigor indices of Capparis cartilaginea. J. Rangel. 10(2): 180-190

Rajabi Dehnavi, A., Zahedi, M. and Ludwiczak, A. 2021. Effect of salinity on seed germination and seedling development of sorghum (Sorghumbicolor (L.) Moench) genotypes. Agronomy. 10(859):2-15.

Ranjan, R., Bohra, S. P. and Jeet, A. M. 2001. Book of Plant Senescence. Jodhpur, Agrobios New York. P 18-42

Saadat, H., Sedghi, M., Seyed Sharifi, R. and Farzaneh, S. 2023a. Effect of chitosan on germination indices of common bean (Phaseolus vulgaris) (cv. Sedri) seeds under salt stress. Iranian J. Seed Res. 9(2): 10

Saadat. H., Soltani, E. and Sedghi, M. 2023b. The effect of seed priming with chitosan on germination characteristics and activity of antioxidant enzymes in rice seedlings (Oryza Sativa L.) under salinity stress. Plant Pro. Fun. 12(54): 15

Saadat, H., Sedghi, M., Seyed Sharifi, R. and Farzaneh, S. 2023c. The Effect of Priming with Different Levels of Chitosan on Physiological and Biochemical Traits in French Bean (Phaseolus vulgaris L.) Under Salinity Stress. Phant Pro. Technol. 14(2):75-89

Safari Saatlu, M., Najat Zadeh, F. and Taghavi Tabat, R. 2015. The effect of priming on improving seed germination of Barley 21 cultivar with polyethylene glycol under salinity stress. New cellular and molecular Biotechnol. J. 6(21): 41-47

Safarnejad, A. and Hamidi, H. 2008. Study of morphological characters of Foeniculum vulgare under salt stress. Iran. J. Rangelands Forests Plant Breeding and Genetic Res. 16(1): 125-140

Seyedi, S. M. 2021. Effects of Potassium Nitrate on Germination Characteristics and Early Growth of Sunflower under Salinity and Drought Stresses, Iran. Sci. Res.  J. Agri. plant breeding. 1(16): 55-64

Shahbazi, A. and Golkar, P. 2016. Effects of Salt Stress on antioxidants activity and seedling traits of Safflower (Carthamus tinctorius L.) Genotypes. J. Plant Proc. Fun. 4(14): 93-104

Shekari, F., Baljani, R., Saba, J., Afsahi, K. and. Shekari, F. 2010. Effect of seed priming with salicylic acid on growth characterisics of borage (Borago officinalis) plants seedlings. J. New Agri. Sci. 6(18): 47-53

Shen, J., Guo, M., Wang, Y., Yuan, X., Wen, Y., Song, X. and Guo, P. 2020. Humic acid improves the physiological and photosynthetic characteristics of millet seedlings under drought stress. Plant Signal. Beh.15(8): 1774212

Siami, R. 2010. Corn production technology. Sepehr press. P 187

Soltani, A., Galeshi, S., Zeinali, E. and Latifi, N. 2001. Genetic variation for and
interrelationships among seed vigor traits in wheat from the Caspian Sea voasts of Iran. Seed Sci. Technol. 29: 653-662

Soltani, E., Akram-Ghaderi, F. and Maemar, H. 2008. The effect of priming on germination components and seedling growth of cotton seeds under drought. J. Agri. Sci. Natural Res. 14(5): 9-16

Vitoria, A. P., Lea, P. J. and Azevedo, R. A. 2001. Antioxidant enzymes responses to cadmium in radishtissues. Phytochemistry. 57: 701-710.

Wu, X., Liu, H., Wang, W., Chen, S., Hu, X. and Li, C. 2011. Proteomic analysis of seed viability in Maize. Acta Physiol. Planta. 33(1):181-191.

Yamaguchi, T. and Blumwald, E. 2005. Developing salt-tolerant crop plants: challenges and opportunities. Trends in Plant Sci.10: 12-22.

 

Effect of different concentrations of KNO3 on physiological and biochemical properties of maize (Zea mays L.) under Salinity Stress

Homa Zarei1, Mohammad Sedghi2*, Salim Farzaneh3, Haniyeh Saadat4

1.       M.Sc. of Seed Science and Technology, University of Mohaghegh Ardabili [e-mail]

2. Professor, Department of Plant Production and Genetics, Faculty of Agriculture and Natural Resources, University of Mohaghegh Ardabili, Ardabil, Iran *For correspondence: [e-mail]

3. Assoc. Professor, Department of Plant Production and Genetics, Faculty of Agriculture and Natural Resources, University of Mohaghegh Ardabili, Ardabil, Iran [e-mail]

4. Ph.D. of Ecology, University of Mohaghegh Ardabili, Faculty of Agriculture and Natural Resources [e-mail] 

 

Abstract

In order to investigate the effect of different concentrations of KNO3 on physiological and biochemical properties of maize (Zea mays L.) under salinity stress a factorial experiment was conducted based on completely randomized design at the University of Mohaghegh Ardabili in 2021. Treatments included three salinity levels (0, 100 and 200 Mm) and three KNO3 levels (0, 1.5 and 3%). The results showed that the highest germination percentage (GP), germination rate (GR), germination uniformity (GU), radicle and plumule length (RL and PL) and radicle fresh and dry weight (RFW and RDW) was related to priming with KNO3 3% and without salinity. Mean of germination time (MGT) compared to the control showed a reduction about 53%. The activity of catalase, peroxidase and superoxide dismutase enzymes in priming with KNO3 3% and 200 mM salinity compared to the control showed an increase about 56, 68 and 67%, respectively. Salinity decreased the activity of amylase, but priming with KNO3 increased the activity of this enzyme. The total seed protein content in KNO3 3% pretreatment and without salinity was increased about 63%. In general, priming with KNO3 3% solution can be considered as the best treatment to improve the physiological and biochemical properties of corn under salinity stress.

Keywords: Antioxidant enzymes, KNO3, Priming, Sodium chloride

 

 

 

---